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青藏高原生态系统脆弱，对全球气候变化非常敏感，高寒草甸是青藏高原极具代表性的生态系统和主要牧场[1]。放牧是高寒草甸的主要利用方式[2]，但过度放牧已对高寒草甸生态系统产生较大影响，致使草地退化严重[3]。由于人类活动已影响到高寒草甸生态系统的可持续性，因此，探索放牧利用方式对高寒草甸的影响机制，成为迫切需要解决的问题[3]。
土壤酶是由植物根、微生物分泌和动植物残体分解释放的活性物质[4]，能够调控和反映土壤微生物和植物对养分的需求[5−7]。土壤酶主要分为氧化还原酶、水解酶、转移酶、裂合酶、连接酶和异构酶共6类[4]，其中土壤水解酶参与土壤养分的水解，在土壤微生物和植物养分供应上发挥着重要的作用[4, 8]。相较于土壤理化指标，土壤水解酶活性对外界环境的变化更为敏感，能较早地预警生态系统的改变[5]。土壤水解酶活性和土壤功能紧密相关[9]，能够反映环境胁迫下土壤功能的退化程度[10−11]。
家畜采食是对高寒草甸影响面积最广、最主要的放牧行为[12−14]。现阶段，对家畜采食行为的研究集中在其对牧草品质、土壤有机碳储量、土壤养分、地上地下生物量的影响[15−16]等方面，并且研究对象主要在低海拔地区[17−18]。关于采食行为对土壤水解酶活性的影响存在较大争议[18]，产生争议的原因可能是草地生态系统的不同，也可能是采食时间和采食强度上的不同。例如，在内蒙古草地生态系统中，家畜秋季采食对碳获取水解酶活性无显著影响[19]；加拿大平原草原生态系统中，家畜在草地生长季采食会降低碳获取β-葡萄糖苷酶、纤维素酶活性，提高磷获取酸性磷酸酶活性[20]；在高寒草甸生态系统生长季初期，家畜轻度采食会提高亮氨酸氨基肽酶、N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶活性，但重度采食会降低N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶活性[21]。但关于不同采食强度对高寒草甸土壤水解酶活性的系统性研究极为缺乏。
本研究以青藏高原东缘高寒草甸为研究对象，通过刈割留茬模拟家畜不同采食强度，研究3 a禁牧牧场夏季家畜采食行为对土壤水解酶活性的影响。研究的土壤水解酶包括：碳获取水解酶(蔗糖酶、β-葡萄糖苷酶、β-木糖苷酶、纤维二糖水解酶)，氮获取水解酶(脲酶、亮氨酸氨基肽酶、N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶)和酸性磷酸酶。通过分析生长季家畜不同采食强度下高寒草甸土壤水解酶活性和土壤理化性质的变化规律，阐明在家畜不同采食强度下土壤水解酶活性变化的主要控制因子，为指导高寒草甸合理有效利用提供理论依据。
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研究区位于四川省阿坝藏族羌族自治州红原县若尔盖草原(32°58′08″N，102°37′08″E，海拔为3 500 m)。该草原处于青藏高原东缘，属于高寒温带湿润-半湿润季风气候，多年平均气温＜1.0 ℃，最冷1月平均气温为−10.3 ℃，最热7月平均气温为10.9 ℃，年均降水量为690.0 mm，80%的降水发生在生长期(5—8月)，年际波动较大[22]。草地类型为高寒草甸，土壤为高山草甸土。植被优势种是小嵩草Kobresia pygmaea、垂穗披碱草Elymus nutans和矮嵩草Kobresia humilis[23]。
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高寒草甸生长季通常为每年5月初至9月底，当地夏季牧场放牧一般开始于7月，结束于9月。本研究选取禁牧3 a，生长状况良好且牲畜适口性高的草甸作为试验样地，开展不同采食强度的模拟试验。参照李晓刚等[24]和YAN等[25]的方法，本研究共设3个处理：未放牧(ck，不刈割)，轻度采食(LD，刈割留茬3 cm)，重度采食(HD，刈割留茬1 cm)。用剪刀刈割LD和HD小区的所有植被。因本试验不考虑地上凋落物分解的影响，在试验开展前将样地中未分解的凋落叶移出样地，刈割后的植物残体也移出样地。每个样地面积为2 m×2 m，间距1 m，每个处理重复4次，共12个样地。完全随机区组设计。模拟采食试验于2020年7月1日开始，之后每月1日刈割，到9月1日结束。土壤样品采集时间为每月刈割后的第7天，共采土样3次。在各样地随机选取5个土壤采样点，在0~10 cm土层，用土钻取土，混合得到1个样品，即每个处理每次采集土壤样品取得3个处理4次重复。去除样品中肉眼可见的植物残体，过2 mm筛后，将土样分为2份，一份置于−20 ℃保存用于测定土壤水解酶活性，另一份风干后用于测定土壤基本理化性质。
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使用手持式土水仪(AZS-100，北京澳作生态仪器有限公司)测定采样时表层0~5 cm土壤含水量(SWC)和土壤温度(Ts)。用1 mol·L−1盐酸去除土壤样品中的无机碳[26]，再用碳氮元素分析仪(vario MACRO cube)测定有机碳。土壤铵态氮(NH4 +-N)和硝态氮(NO3 −-N)均采用2 mol·L−1 盐酸浸提，采用靛酚蓝可见分光光度法测定铵态氮，采用氨基磺酸紫外分光光度法测定硝态氮，采用氯仿熏蒸法测土壤微生物量碳(MBC)和土壤微生物量氮(MBN)[27]。将土壤鲜样m(水)∶m(土)=5∶1以超纯水浸提，用TOC分析仪(Multi N/C 3100)测定土壤溶解性有机碳(DOC)和水溶性氮(WSN)。电极法测定土壤pH [m(水)∶m(土)=2.5∶1.0，pH酸度计]。
土壤酶活性的测定采用微孔板荧光法[28]。用荧光物质4-羟基甲-7-香豆素(4-methylumbelliferone，MUB)作为β-葡萄糖苷酶、β-木糖苷酶、纤维二糖水解酶、N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶、酸性磷酸酶活性的标准对照物，用7-氨基-4-甲基香豆素(7-amino-4-methylcoumarin，MUC，AMC)作亮氨酸氨基肽酶标酶活性准对照物，具体步骤参考张海阔等[29]。将−20 ℃的土样置于4 ℃冰箱里放置5 d，取1.5 g鲜土，放入125 mL醋酸钠溶液中(pH为5.0)，置于磁力搅拌器上均匀搅拌约1 min得到土壤浆液，用8通道移液器吸取200 μL土壤浆液置于96孔微孔板上的样品组，加上对应酶的反应底物50 μL，对照组分别为醋酸、标准对照物和特定底物，将加样微孔板放置于25 ℃的培养箱，培养3 h，迅速用酶标仪(Synergy H1)在365和 450 nm激发光下测定读数。用铵态氮释放法和靛酚蓝比色法测定脲酶活性[27]。用水浴加热比色法测定蔗糖酶活性[30]。
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采用Excel 2019进行数据整理，用R 3.6.2进行数据正态检验(S—W 检验)，对不正态的数据进行数据转换优化数据，进行单因素方差分析(one-way ANOVA)、双因素方差分析(two-way ANOVA)和最小显著差数法(LSD)分析，模拟采食强度和采样时间对土壤理化性质和土壤酶活性的影响，各指标均在0.05的水平下检测差异显著性。采用Pearson相关分析探索土壤水解酶和土壤理化性质的关系。用R语言中vegan数据包以土壤酶活性为响应变量，以土壤理化指标、微生物量碳和微生物量氮为环境因子进行冗余分析(RDA)。用Origin 9.0和Canoco 5.0作图。图表中的数据为平均值±标准误。
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双因素方差分析显示：模拟采食对土壤溶解性有机碳和硝态氮有显著影响(P＜0.05)，但是这种影响在不同采样时间下存在显著差异(P＜0.05)(表1和表2)。总体上，采食行为主要影响9月土壤的理化性质，并且会显著提高土壤溶解性有机碳和硝态氮的质量分数(P＜0.05)，不同采食强度对高寒草甸土壤有机碳质量分数有不同影响，LD处理显著提高土壤有机碳质量分数，而HD处理显著降低土壤有机碳质量分数(P＜0.05)；高寒草甸土壤温度、pH、有机碳、溶解性有机碳、铵态氮、全氮、水溶性氮和微生物量碳存在显著的时间波动，但是这些指标在不同采食强度下差异不显著，其中土壤有机碳、溶解性有机碳、硝态氮质量分数在采食强度和时间共同作用下存在显著交互效应(P＜0.05)(表1、表2和图1)。
表 1 不同采样时间和采食强度下的土壤理化性质
Table 1. Soil physical and chemical properties under different defoliation intensity and sampling time
月份 采食
行为土壤含
水量/%土壤温
度/℃pH 土壤有机碳/
(g·kg−1)可溶性有机碳/
(mg·kg−1)铵态氮/
(mg·kg−1)硝态氮/
(mg·kg−1)全氮/
(g·kg−1)水溶性氮/
(mg·kg−1)7 ck 17.98±0.98 Aa 23.60±2.50 Aa 5.71±0.02 Ba 63.84±3.90 Ab 67.78±6.35 Aa 36.33±3.42 Aa 10.68±0.69 Ba 7.07±0.15 Aa 17.66±1.11 Aa LD 17.18±1.41 Ba 23.13±2.65 Aa 5.56±0.05 Ba 54.57±1.34 Cc 63.63±4.11 Ba 35.67±2.90 ABa 9.59±0.56 Ba 7.02±0.26 Aa 19.54±0.82 Ba HD 19.40±1.10 Aa 23.05±2.81 Aa 5.72±0.04 Aa 71.68±0.70 Aa 75.59±1.47 Aa 39.74±4.67 ABa 8.93±1.42 Ca 7.51±0.23 Aa 15.69±1.61 Ca 8 ck 19.18±0.63 Aa 18.20±1.22 ABa 5.81±0.03 Aa 70.14±2.73 Aa 53.45±6.51 Aab 16.37±1.14 Ba 14.54±2.60 Ba 6.26±0.15 Ba 32.17±3.87 Ba LD 15.90±1.07 Ba 18.13±0.89 ABa 5.82±0.03 Aa 71.35±2.39 Ba 46.10±3.75 Cb 27.37±2.23 Ba 13.90±1.52 Ba 6.27±0.14 Ba 33.83±1.99 Aa HD 18.35±1.28 Aa 18.33±0.78 ABa 5.73±0.03 Aa 73.14±1.54 Aa 68.53±6.35 Aa 22.36±6.03 BCa 10.87±1.76 Ba 6.09±0.11 Ba 33.82±3.66 Aa 9 ck 18.20±2.24 Aa 13.25±0.69 Ba 5.42±0.03 Ca 72.57±0.45 Ab 55.81±4.70 Ab 7.25±1.66 Ca 24.54±2.90 Ab 5.30±0.12 Cab 20.93±1.20 Ba LD 22.33±0.98 Aa 13.20±0.74 Ba 5.49±0.03 Ca 77.64±1.01 Aa 79.62±1.48 Aa 10.18±2.57 Ca 25.15±1.42 Aab 5.54±0.11 Ca 21.69±1.96 Ba HD 20.00±0.82 Aa 13.33±0.80 Ba 5.47±0.05 Ba 66.98±0.53 Bc 75.78±2.99 Aa 12.93±2.49 Ca 32.93±3.06 Aa 5.22±0.05 Cb 25.51±1.65 Ba 说明：不同大写字母表示同一采食强度不同时间差异显著(P＜0.05)；不同小写字母表示同一时间不同采食强度间差异显著(P＜0.05) 表 2 双因素方差分析检验采食强度和采样时间对土壤理化性质的影响
Table 2. Two-way ANOVA of the effects of defoliation intensity and sampling time on soil physicochemical properties
因素 土壤含水量 土壤温度 pH 土壤有机碳 可溶性有机碳 铵态氮 硝态氮 全氮 水溶性氮 微生物量碳 微生物量氮 采食强度 0.404 0.003 0.175 1.511 7.711** 1.345 0.385 0.171 0.406 0.830 0.188 采样时间 3.131 24.117** 62.138** 19.465** 8.957** 38.195** 69.507** 101.126** 38.269** 9.595** 3.170 采食强度×采样时间 2.523 0.033 1.330 12.816** 4.009* 1.648 3.232* 2.104 0.863 1.864 0.873 说明：数值为方差分析的F值；*表示P＜0.05；**表示P＜0.01 
图 1 不同采样时间和采食强度下土壤微生物量碳和微生物量氮
Figure 1. Soil microbial C and N concentration under different defoliation intensity and sampling time
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由表3和图2可以看出：土壤水解酶活性在不同采样时间下均存在显著的时间变异(P＜0.05)，并且采食强度对土壤碳获取水解酶纤维二糖水解酶和氮获取水解酶亮氨酸氨基肽酶、N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶活性有显著影响(P＜0.05)。其中：LD处理会增加碳获取纤维二糖水解酶的活性(9月)(P＜0.05)，而HD处理会降低碳获取酶纤维二糖水解酶的活性(8月)(P＜0.05)；采食行为(特别是LD处理)总体上会增加土壤氮获取酶亮氨酸氨基肽酶、N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶以及磷获取酶酸性磷酸酶的活性(P＜0.05)。
表 3 双因素方差分析检验采食强度和采样时间对土壤胞外酶活性的影响
Table 3. Two-way ANOVA of the effects of defoliation intensity and sampling time on soil extracellular enzyme activities
因素 蔗糖酶 β-葡萄糖苷酶 β-木糖苷酶 纤维二糖水解酶 脲酶 亮氨酸氨基肽酶 N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶 酸性磷酸酶 采食强度 1.749 0.435 1.534 9.232** 1.108 12.470** 32.906** 0.324 采样时间 94.212** 24.420** 46.811** 59.608** 9.623** 358.530** 6.536** 11.718** 采食强度×采样时间 0.759 1.920 1.898 2.117 1.028 50.590** 8.497** 12.521** 说明：数值为方差分析的F值；**表示P＜0.01 
图 2 不同采食强度下土壤水解酶活性
Figure 2. Soil hydrolytic enzyme activities under different defoliation intensities
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由表4可见：蔗糖酶活性与铵态氮、全氮、微生物量碳、土壤温度呈极显著正相关(P＜0.01)，与硝态氮呈极显著负相关(P＜0.01)。β-葡萄糖苷酶活性与铵态氮、土壤温度呈显著正相关(P＜0.05)，与全氮呈极显著正相关(P＜0.01)，与水溶性氮呈显著负相关(P＜0.05)。β-木糖苷酶活性与铵态氮、全氮、土壤温度呈极显著正相关(P＜0.01)，与硝态氮呈显著负相关(P＜0.05)。纤维二糖水解酶活性与全氮呈极显著正相关(P＜0.01)，与水溶性氮呈极显著负相关(P＜0.01)。亮氨酸氨基肽酶活性与全氮、土壤温度呈显著负相关(P＜0.05)，与pH、微生物量碳呈极显著负相关(P＜0.01)。由图3中红色箭头表示土壤环境因子，黑色箭头表示土壤酶活性。可以看出：环境因子共同解释了土壤水解酶活性的66.88%，且全氮、pH、微生物量碳、硝态氮是解释度较高的4个环境因子，其中，全氮解释了土壤酶活性变异的42.3%，是土壤酶活性变化的最关键因子。整体来看，冗余分析同相关分析一致，全氮与大部分碳获取相关水解酶呈正相关。水溶性氮与所有碳、氮、磷获取相关的水解酶活性呈负相关。硝态氮与土壤碳获取水解酶活性呈负相关。微生物量碳与蔗糖酶活性呈正相关。
表 4 土壤水解酶活性和土壤环境因子的关系
Table 4. Correlations between soil hydrolytic enzyme activities and the environmental factors
土壤性质 蔗糖酶 β-葡萄糖苷酶 β-木糖苷酶 纤维二糖水解酶 亮氨酸氨基肽酶 硝态氮 −0.74** −0.32 −0.67** −0.38 0.38 铵态氮 0.74** 0.61* 0.63** 0.55 −0.52 全氮 0.79** 0.69** 0.83** 0.76** −0.59* pH 0.45 0.22 0.51 0.22 −0.72** 水溶性氮 −0.28 −0.58* −0.37 −0.64** 0.36 微生物量碳 0.64** 0.17 0.48 0.13 −0.80** 土壤温度 0.83** 0.61* 0.67** 0.47 −0.60* 说明：*表示P＜0.05；**表示P＜0.01 
图 3 土壤水解酶活性与环境因子的冗余分析
Figure 3. Redundancy analysis of soil hydrolytic enzyme activity and environmental factors
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放牧是草地生态系统中一种典型的人为干扰，不仅会直接改变地表植被状况，还将影响诸多生物地球化学循环过程[31−33]。家畜采食是放牧行为中对草地影响面积最大、作用时间最长的放牧行为[12, 34]。目前，通常采用刈割来模拟家畜采食行为对草地生态系统的影响[16]。本研究发现：LD处理会显著增加纤维二糖水解酶、亮氨酸氨基肽酶、N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶以及酸性磷酸酶的活性。类似的结果在以往研究中也有报道。例如，LIU等[21]研究发现：轻度采食(刈割)会增加高寒草甸土壤亮氨酸氨基肽酶和N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶活性；HEWINS等[20]研究也表明：轻度采食(刈割)会提高加拿大天然草原土壤酸性磷酸酶的活性。家畜采食行为直接降低植物叶面积，导致光合效率的降低[35]，进而造成地下根系分泌物量减少和根系的凋亡增加[36−37]。但这也可能会改变植物生长策略，例如将光合产物大部分转移到根部，产生更多的根系分泌物[21]，进而促进土壤微生物分泌碳、氮、磷获取酶来降解土壤有机物质以获取养分。这可能就促使家畜采食植物后土壤水解酶活性恢复到采食前(补偿效应)，甚至高于采食前(过度补偿效应)[31]。本研究表明：模拟采食处理下土壤溶解性有机碳和硝态氮质量分数会显著高于对照组处理，这进一步印证了采食(刈割)后的“过度补偿效应”。然而，在本研究中HD处理显著降低了土壤纤维二糖水解酶的活性，但增加了土壤氮获取酶亮氨酸氨基肽酶的活性。LIU等[21]和HEWINS等[20]结果显示：重度采食(刈割)会降低土壤纤维二糖水解酶活性。当家畜采食超过一定的限度时，植物的地上组织被大量移除，这会导致植物根部大量凋亡[21]，减少根系分泌物的产生，进而抑制土壤碳获取水解酶纤维二糖水解酶的活性[38]。土壤水解酶活性由土壤底物浓度和土壤水解酶共同决定的[5]，当全氮质量分数充足时，全氮质量分数与氮获取水解酶活性没有相关性[39]；而当全氮质量分数降低时，会激发土壤氮获取酶活性[5]。本研究中，全氮是影响土壤酶活性的关键因子之一，HD处理会显著降低9月份土壤全氮质量分数。可能是家畜重度采食后牧草再生长会吸收大量土壤氮素，造成全氮降低，进而促进土壤氮获取水解酶亮氨酸氨基肽酶的活性[18]。此外，由于重度采食后地表裸露程度增加，青藏高原地区的极端气候以及高紫外辐射也可能会显著降低土壤的水解酶活性[31, 40−41]。
本研究发现：在同一模拟采食处理下，土壤水解酶活性存在显著的时间变异。总体上，碳获取酶蔗糖酶、β-葡萄糖苷酶、β-木糖苷酶和纤维素酶活性呈现7月最高、9月最低。土壤温度是高海拔地区控制土壤酶活性时间变化的关键因子。例如，D’ALÒ等[42]研究发现高海拔地区温度升高会显著促进土壤纤维素活性。本研究中，土壤碳获取酶总体上和土壤温度呈显著正相关。因此，高寒草甸土壤碳获取酶主要受7、8、9月气温的递减影响而表现出酶活性递减的时间性变异。而高寒草甸土壤氮获取酶的时间变异表现为随月份递增。这可能是因为7—9月高寒草甸的大部分牧草主要进行生殖生长，该过程需要消耗土壤氮素[43]，引起土壤氮养分(硝态氮和全氮)降低，激发土壤氮获取酶的活性，以分解释放有机质中的氮养分[39, 44]。
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青藏高原东缘高寒草甸夏季牧场家畜采食行为会对土壤水解酶产生显著影响，其中，轻度采食行为增加纤维素酶、亮氨酸氨基肽酶、N-乙酰-β-D氨基葡萄糖苷酶以及酸性磷酸酶的活性，而重度采食会降低纤维素酶活性、增加亮氨酸氨基肽酶活性；土壤碳获取酶、氮获取酶、磷获取酶都表现出时间性变异，其中碳获取酶的活性主要受土壤温度的影响，而氮获取酶主要受土壤全氮质量分数的影响。本研究表明：轻度采食行为可能会提高土壤水解酶活性，有助于维持高寒草甸土壤质量。
Responses of soil enzyme activities to different defoliation intensities in alpine meadow
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摘要:
目的 探究家畜采食对高寒草甸土壤酶活性的影响，为揭示人为干扰下高寒草甸的退化机制提供依据。 方法 用刈割留茬模拟家畜轻度采食(LD)和重度采食(HD)行为，以未放牧的草地为对照(ck)，测定土壤碳、氮、磷获取的酶活性以及土壤理化性质变化特征。 结果 总体上，土壤碳获取酶土壤蔗糖酶、β-葡萄糖苷酶和土壤氮获取酶脲酶的活性在不同采食强度下不存在显著差异，但呈现明显的时间变异； LD处理可显著提高纤维素二糖水解酶活性(P＜0.05)，而HD处理能降低纤维素二糖水解酶活性；LD处理也会提高氮获取酶亮氨酸氨基肽酶、N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶以及磷获取酸性磷酸酶的活性；家畜的采食行为可能通过改变土壤养分来影响土壤酶活性；高寒草甸土壤酶活性的时间变异受控于土壤温度和土壤养分的变化。 结论 轻度采食行为可能会提高土壤水解酶活性，有助于维持土壤质量。图3表4参44 Abstract:Objective This study aims to investigate the effects of livestock defoliation on soil enzyme activities of alpine meadow, so as to provide evidence for revealing the degradation mechanisms of alpine meadow under human disturbance. Method Livestock defoliation behaviors, including light-intensity defoliation (LD) and heavy-intensity defoliation (HD) were simulated by cutting plants, and the non-grazed meadow was taken as the control (ck). The activity of enzymes obtained by carbon, nitrogen, and phosphorus, as well as the change characteristics of soil physical and chemical properties were measured. Result Generally, the activities of invertase, β-glucosidase (BG), and urease did not show any significant differences under different defoliation intensities, but there was significant time variation. The activity of cellobiohydrolase (CBH) increased in LD treatment (P＜0.05), while it decreased in HD treatment. LD treatment also enhanced the activities of leucine aminopeptidase (LAP), N-acetyl-beta-D-glucosaminidase (NAG) and acid phosphatase (AP). Defoliation behavior of livestock might affect soil enzyme activity by changing soil nutrients. The temporal variation of soil enzyme activity in alpine meadow was controlled by the changes of soil temperature and soil nutrients. Conclusion Mild defoliation behavior may increase soil hydrolase activities, which helps maintain soil quality. [Ch, 3 fig. 4 tab. 44 ref.] -
Key words:
- grazing /
- defoliation /
- soil hydrolase /
- alpine meadow
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梅Prunus mume隶属于蔷薇科Rosaceae李属Prunus，原产中国南方，距今已有 3 000 多年的栽培历史[1]。目前，食用花卉的风潮日益兴起，花茶越来越受到欢迎，百合Lilium、菊花Chrysanthemum×morifolium、桂花Osmanthus fragrans等食用花卉已被应用于较多产业[2] ，梅花茶等相关制品具有巨大的开发前景和市场。梅花营养丰富，主要包括黄酮类、苯丙烷类、有机酸类、挥发性物质等化学成分，其中绿原酸、异槲皮苷、金丝桃苷质量分数较高[3]。以异槲皮苷、金丝桃苷为代表的黄酮类化合物具有抗炎、抗抑郁等药理作用，以绿原酸为代表的苯丙烷类化合物具有抗氧化、抑制黑色素形成等作用[4−5]。采摘后的梅花鲜花容易发生虫蛀、霉变，干燥加工能有效避免鲜花变质[6]。在干燥过程中，花茶的色、香、味和活性成分易受影响，干燥方式是梅花花茶品质最关键的影响因素。目前国内对梅花干燥制茶方面的研究相对缺乏，不同干燥方法对梅花花茶各方面品质的影响的研究报道甚少。
自然干燥、热风干燥、微波干燥等传统干燥方式[7]操作简单、成本低、耗时短，但存在品质差等缺陷。真空冷冻干燥是将物料降温冻结，在真空条件下使物料中的水分由冰直接升华为水蒸气被排除的技术[8]。它可使干制品最大限度地保持原有的色、香、味品质及营养成分，但设备投资大、能耗高、干燥时间长[9]。吴一超等[10]采用5种干燥方式对丹参Salvia miltiorrhiza茎叶干燥，得出真空冷冻干燥有利于保存丹参茎叶的酚酸及抗氧化活性成分，但成本高，仅适用于生产高品质的产品，40 ℃烘干法简便、高效、成本低，适合丹参茎叶的规模化加工。复合干燥是将多种干燥方式结合起来，优化干燥工艺，实现优势互补[11]。商涛等[12]采用微波热风联合干燥与热风干燥、微波干燥对比，结果表明：干燥时间、总色差值最小，黄芩苷质量分数和综合质量评分最高。WANG 等[13]采用不同温度热风干燥和微波结合热风干燥处理菊花，结果表明微波 30 s 与热风 75 ℃联合干燥后的菊花含有较高活性成分，整体构象变化小。由上述研究结果可知：真空冷冻干燥与复合干燥相较于其他干燥方式具有明显优势，但这2种方法的优劣以及对梅花进行干燥处理的效果未见报道。
本研究采用热风干燥法、微波干燥法、复合干燥法、真空冷冻干燥法对不同品种的梅花鲜花进行处理，测定了不同干燥处理后梅花的收缩率、花色表型等外在特征，以及花色成分、挥发性成分、抗氧化能力、绿原酸等指标。进一步使用熵权与变异系数组合赋权法计算耦合权重系数进行综合评分，并利用加权逼近理想解排序法(weighted approximation ideal solution ranking method，TOPSIS)验证评价模型[14]，获得最优的干燥方式，为梅花花茶的制作提供理论依据。
1. 材料与方法
1.1 材料
在浙江农林大学梅花种质资源库选择‘东方朱砂’‘Dongfang Zhusha’、‘骨红朱砂’‘Guhong Zhusha’、‘晓红宫粉’‘Xiaohong Gongfen’、‘粉皮宫粉’‘Fenpi Gongfen’、‘粉台玉蝶’‘Fentai Yudie’、‘月光玉蝶’‘Yueguang Yudie’、‘久观绿萼’‘Jiuguang Lve’、‘素玉绿萼’‘Suyu Lve’等8个品种盛开期花朵作为试验材料。所有梅花花朵性状正常，花色鲜艳均匀，采摘时环境温度为0~15 ℃。
1.2 干燥处理
梅花干燥处理采用包括热风干燥法、微波干燥法、复合干燥法及真空冷冻干燥法。热风干燥法：将新鲜的花朵置于60 ℃热风烘箱中，烘干3 h。微波干燥法：将样品置于微波炉中，设置功率为300 W，干燥20 min。复合干燥法：首先将样品置于功率为300 W的微波炉中，干燥10 min，然后取出样品置于60 ℃热风烘箱中，时间1 h。真空冷冻干燥法：将真空冷冻干燥机设置温度为−66 ℃、气压为4 Pa，取鲜样置于其中干燥22 h。对照组(ck)为鲜样梅花样品。
1.3 色表型测定
使用英国皇家园艺协会比色卡(RHSCC)进行比对测定。用色差仪(COLOR READER CR-10 PLUS)测定梅花花瓣的色差参数，包括亮度(L*)、红度(a*)、黄度(b*)、彩度(C*)值和色调角(h)。根据滕彩玲等[15]的方法计算色差值，公式如下：$ \Delta E = \sqrt {{{\left( {L - {L_0}} \right)}^2} + {{\left( {a - {a_0}} \right)}^2} + {{\left( {b - {b_0}} \right)}^2}} $。其中：∆E表示总色差，L、a、b分别表示样品的亮度值、红绿值、黄蓝值，L0、a0、b0分别表示对照样品的亮度值、红绿值、黄蓝值。
1.4 失水率与收缩率
根据刘盼盼等[16]的方法计算失水率。用游标卡尺测量梅花干燥前后最大直径，取平均值，6次生物学重复。收缩率计算公式为S=(dg−dt)/dg。其中：S为收缩率；dg和 dt分别为新鲜样品和干制样品的最大直径(cm)。
1.5 抗氧化性测定
1,1-二苯基-2-三硝基苯肼(DPPH)自由基清除能力根据TURKOGLU等[17]的方法测定。2,2′-联氨-双-3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸(ABTS)自由基清除能力根据THANA等[18]的方法测定并做调整。根据不同浓度与相应的清除率分别计算半数抑制质量浓度(IC50)，比较抗氧化能力强弱。
1.6 挥发性成分分析
每次取3 朵梅花花朵放入22 mL的采样瓶，密封瓶盖平衡10 min。将固相微萃取SPME纤维头插入采样瓶中，置于花朵上方2 cm，吸附30 min，重复3 次。色谱条件与质谱条件根据ZHANG等[19]和HAO等[20]的方法并做调整。
1.7 花色成分分析
称取0.3 g花瓣并研磨成粉末，加入提取液(三氟乙酸∶甲醇∶甲酸∶水=1∶70∶2∶27，体积比)中，置于 4 ℃ 冰箱内提取24 h，使用超声波设备超声处理20 min，使用转速为4 000 r·min−1的离心机离心10 min，将上清液用0.22 μm 孔径的尼龙微孔滤器过滤后，用于花青素苷与类黄酮的定性及定量分析。采用UPLC-Triple-TOF/MS液质联用仪进行测定，色谱柱为waters HISS-SB C18 (100.0 mm×2.1 mm，1.7 μm)，进样量为2 μL，柱温为25 ℃，流速为 0.4 mL·min−1。流动相组成为A：体积分数为0.1%甲酸水，B：体积分数为0.1%甲酸乙腈。洗脱梯度为0~11.0 min，0~95%B；11.0~12.0 min，95%B；12.0~12.1 min，95%~5%B；12.1~15.0 min，5%B。在 520、350 nm波长下获得色谱图。
1.8 营养成分分析
可溶性蛋白质量分数采用考马斯亮蓝G-250法测定[21]；新绿原酸、绿原酸、芦丁、异槲皮苷与金丝桃苷质量分数根据1.7成分分析方法测定。
1.9 熵权-变异系数法计算及 TOPSIS 法验证
使用熵权与变异系数组合赋权法计算耦合权重系数，进行综合评分，比主观权重更加可靠客观[22]，可避免单一客观权重分配不合理的问题。选择失水率、收缩率、色差值、DPPH和ABTS自由基清除能力、总黄酮质量分数等作为评价指标，根据LIU等[23]的方法计算熵权法权重(wj1)。根据李叶贝等[24]的方法计算评价指标的变异系数法权重(wj2)。根据拉格朗日乘子法，得到优化后的耦合权重(wj)。为了避免评价的主观性[25]，以原始数据和耦合权重的乘积作为评价数据，计算得到不同干燥方法与最优方案和最劣方案的距离C+和C−，以及待评价方案与正理想解的相对接近程度C，根据C的大小评价不同干燥方式的优劣。
2. 结果与分析
2.1 干燥后梅花表型变化
不同品种的梅花经不同方法干燥处理后，其外观特征如图1所示。比色卡测定结果(表1)表明：8个不同品种的梅花花色范围为 61B~155C，分为白色、粉红色、紫红色等3个色系。经干燥处理后，白色系品种梅花，转变为黄绿色系，花色范围为2D~N199D；粉红色和紫红色系品种梅花转变为紫红色系，花色范围为64A~84C。白色系‘粉台玉蝶’‘月光玉蝶’‘久观绿萼’‘素玉绿萼’，紫红色系‘骨红朱砂’的色差值测定结果(图2)表明：微波干燥后花色色差值最大，最大值为真空冷冻后的 3.49 倍；粉红色系‘晓红宫粉’‘粉皮宫粉’在热风干燥后花色色差值最大，色泽变化最大。对比其他3种干燥方法，真空冷冻干燥在‘东方朱砂’‘晓红宫粉’‘粉台玉蝶’‘月光玉蝶’‘久观绿萼’品种上保持色泽和形态上表现最佳，色差值显著低于其他3种干燥方法。
图 1 不同干燥方法处理后梅花的形态Figure 1 Morphology of P. mume flowers after different drying methods表 1 不同干燥方法处理后梅花花色变化Table 1 Changes of flower color after different drying methods品种 花色 对照 热风
干燥微波
干燥复合
干燥真空冷
冻干燥‘东方朱砂’ 61B N79B N79A 79N N79B ‘骨红朱砂’ N66C 64A N79D 70B 64 ‘晓红宫粉’ 65A N75A 84C N80D N75B ‘粉皮宫粉’ 65C N74C 84C 77D 75A ‘粉台玉蝶’ NN155B 155A N199D 150D 155A ‘月光玉蝶’ NN155C N155C 157B N155D NN155B ‘久观绿萼’ 155C 4D 2D 155C 155A ‘素玉绿萼’ NN155B 155A 8D 4D 155A 
图 2 不同干燥方法处理后梅花的色差值Figure 2 Color difference of P. mume flowers after different drying metheds由图3A可知：真空冷冻干燥后梅花的失水率为70.1%~79.7%，表明失水率较低且干燥效率低，其余3种干燥方法失水率均在79.3%以上，其中复合干燥后梅花的失水率显著高于其他3种干燥方法(P＜0.05)，最大失水率为84.7%。图3B 结果表明：真空冷冻干燥后梅花的收缩率显著小于其他3种干燥方式(P＜0.05)，为7.2%~28.7%，微波干燥后梅花的收缩率最大，为39.7%~47.4%。低温干燥特性能够更好地保持梅花的原有形态。
图 3 不同干燥方法处理后梅花的失水率(A)及收缩率(B)变化Figure 3 Changes of water loss rate (A) and shrinkage rate (B) of P. mume flowers after different drying metheds2.2 干燥后花色主要成分变化
2.2.1 总黄酮质量分数变化
不同干燥方法处理后，梅花总黄酮质量分数出现了不同程度的损失(图4)。相较于其他干燥方法，真空冷冻干燥对黄酮的保留效果最好，其总黄酮质量分数为 6.46~9.10 mg·g−1，显著高于热风干燥与微波干燥(P＜0.05)，微波干燥后梅花总黄酮损失量达到74.5%。复合干燥的保留效果也较好。说明真空冷冻干燥对于保留梅花中的黄酮成分效果较好，并且相对于微波干燥，保留了更多的黄酮化合物，可能是高温对黄酮类化合物造成影响。
图 4 不同干燥方法处理前后梅花总黄酮质量分数Figure 4 Total flavone content of P. mume flowers before and after different drying metheds2.2.2 花青苷质量分数变化
仅在‘东方朱砂’‘骨红朱砂’‘晓红宫粉’和‘粉皮宫粉’中共检测出了6种花青苷，包括矢车菊素-3-O-葡萄糖苷(Cy3G)、矢车菊素-3-O-芸香糖苷(Cy3Ru)、芍药花素-3-O-葡萄糖苷(Pn3G)、芍药花素-3-O-芸香糖苷(Pn3Ru)、飞燕草素-3-O-芸香糖鼠李糖苷(Dp3Ruh)、矮牵牛素-3-O-芸香糖-5-O-鼠李糖苷(Pt3Ru5h)。4个白色系品种中未检测到花青苷。由图5可知：梅花鲜样颜色越深花青苷总质量分数越高。梅花在不同干燥方法处理后花青苷总质量分数有显著差异(P＜0.05)。‘东方朱砂’真空冷冻干燥后的花青苷质量分数最高，达到2.63 mg·g−1，这可能是由于低温干燥技术有效减少了花青苷的热降解。与之相比，热风干燥和微波干燥的花青苷损失较大。花青苷质量分数与总黄酮质量分数变化趋势一致，温度越高、干燥时间越长对类黄酮和花青苷质量分数的影响越明显。推测温度和干燥时间可能对梅花中类黄酮和花青苷质量分数变化具有较大的影响。
图 5 不同干燥方法处理前后梅花的总花青苷质量分数Figure 5 Total anthocyanin content of P. mume flowers before and after different drying metheds表2表明：‘东方朱砂’检测到 6 种花青苷，其余3个品种中，检测出除Pt3Ru5h外的 5种花青苷。紫红色系‘东方朱砂’所含的6种花青苷中，Cy3G、Cy3Ru、Pn3G占总花青苷比例较大，是主要的花青苷组成成分，其中，Cy3Ru质量分数最高，且在复合干燥后的梅花中质量分数显著高于其他干燥方法(P＜0.05)。Cy3G和Pn3G质量分数分别在‘晓红宫粉’‘骨红朱砂’‘粉皮宫粉’中最高，均在真空冷冻干燥保留率最高。Pt3Ru5h只在‘东方朱砂’中被检测出，且在真空冷冻干燥后梅花中保留率最高。
表 2 不同干燥方法处理前后梅花花青苷组成及质量分数Table 2 Composition and content of anthocyanin in P. mume flowers before and after different drying methods品种 干燥方法 花青苷/(μg·g−1 ) Cy3G Cy3Ru Pn3G Pn3Ru Pn3Ru Pt3Ru5h ‘东方朱砂’ 对照 841.71±34.39 a 1 027.57±23.45 a 961.74±18.22 a 227.72±29.11 a 130.19±1.09 a 192.58±1.46 a 热风干燥 400.75±5.87 d 723.73±15.10 c 509.53±5.24 d 158.79±5.02 b 113.67±12.52 ab 127.39±5.79 c 微波干燥 464.20±15.80 c 617.52±7.30 d 508.77±15.26 d 100.32±10.42 c 92.19±20.83 b 126.93±6.97 c 复合干燥 571.18±14.74 b 840.66±16.28 b 692.89±44.69 c 145.47±5.46 b 126.78±0.93 a 160.19±17.22 b 真空冷冻干燥 575.79±5.60 b 827.60±9.85 b 775.04±13.32 b 157.75±21.72 b 117.91±15.1 a 174.76±1.24 b ‘骨红朱砂’ 对照 564.92±13.66 a 496.45±3.02 a 774.52±19.56 a 63.51±1.61 a 63.32±0.70 a － 热风干燥 424.35±15.82 c 357.86±29.59 c 493.59±15.76 c 47.37±2.21 c 51.91±1.49 c － 微波干燥 352.38±26.86 d 275.21±37.52 d 462.78±19.02 d 46.43±0.20 c 50.58±2.90 c － 复合干燥 452.85±6.76 b 428.39±12.83 b 555.72±14.56 b 51.09±2.53 b 56.97±2.22 b － 真空冷冻干燥 478.79±12.68 b 401.86±5.03 b 585.24±19.34 b 52.87±0.62 b 59.45±2.44 b － ‘晓红宫粉’ 对照 94.87±12.12 a 56.21±8.51 a 89.89±13.31 a 57.87±1.65 a 60.02±1.89 a － 热风干燥 57.85±2.58 c 35.28±2.90 b 68.27±1.29 b 33.03±1.68 c 42.12±0.85 d － 微波干燥 29.93±1.58 d 21.17±0.30 c 42.66±4.48 c 22.80±1.63 d 27.43±2.01 e － 复合干燥 69.90±2.39 b 37.63±4.39 b 64.46±3.00 b 37.62±1.74 b 47.27±1.58 c － 真空冷冻干燥 71.37±2.64 b 39.72±2.76 b 75.04±1.53 b 40.09±2.65 b 50.79±1.18 b － ‘粉皮宫粉’ 对照 77.44±6.27 a 38.79±1.36 a 88.49±3.42 a 39.86±0.70 a 51.80±1.71 a － 热风干燥 52.84±3.36 c 23.81±1.81 b 52.65±1.74 d 23.92±1.11 c 24.04±1.25 c － 微波干燥 47.59±1.50 c 19.84±1.56 c 48.16±1.92 e 21.87±1.27 d 22.96±0.32 c － 复合干燥 72.49±3.47 b 26.32±1.66 b 57.47±3.32 c 25.47±0.98 c 32.95±1.96 b － 真空冷冻干燥 68.73±3.34 b 25.92±1.69 b 64.74±0.33 b 28.90±0.57 b 35.09±2.47 b － 说明：同列不同字母表示同一品种不同干燥方法间差异显著(P＜0.05)。Cy3G. 矢车菊素-3-O-葡萄糖苷； Cy3Ru. 矢车菊素-3-O-芸香糖苷； Pn3G. 芍药花素-3-O-葡萄糖苷；Pn3Ru. 芍药花素-3-O-芸香糖苷；Pn3Ru. 飞燕草素-3-O-芸香糖鼠李糖苷；Pt3Ru5h. 矮牵牛素-3-O-芸香糖-5-O-鼠李糖苷。－表示未检测到该成分。 2.3 干燥后挥发性成分变化
从8个梅花品种中鉴定出27种挥发物，这些挥发性成分主要包括醛类、酯类、有机酸、醇类和脂肪类化合物。酯类化合物在梅花花香成分中质量分数最高，苯甲醛、苯甲醇和乙酸苯甲酯等是梅花挥发物的主要成分[26]。由挥发性成分测定结果可知(图6)：复合干燥和真空冷冻干燥在保留挥发性成分上具有明显优势，特别是在保留醛类和酯类这2类主要香气成分方面，这2种干燥方法表现出更佳的效果，复合干燥组的总保留率最高，达到50%以上。热风干燥组梅花的香气成分保留结果不稳定，部分梅花品种在热风干燥后挥发性成分保留少。8个梅花品种鲜样挥发性成分中除了‘粉皮宫粉’中检测到壬醛，其余品种只在干燥后检测到壬醛，说明在干燥处理后产生壬醛，梅花香气特征可能发生了改变。
图 6 不同干燥方法处理前后梅花挥发性成分相对含量Figure 6 Relative contents of volatile components of P. mume flowers before and after different drying metheds2.4 干燥后梅花抗氧化活性变化
表3和表4结果对比表明：干燥后梅花提取液对2种自由基清除能力一致。不同干燥方法处理后的梅花提取液清除DPPH和ABTS自由基的IC50均有所增加，并且存在显著差异(P＜0.05)，说明梅花提取液在干燥后对自由基的清除能力降低，并且不同干燥方法对自由基清除能力影响不同。
表 3 不同干燥方法处理前后梅花清除DPPH自由基的IC50Table 3 IC50 values of DPPH free radical scavenging of P. mume flowers before and after different drying methods品种 清除DPPH自由基的IC50/(mg·L−1) 对照 热风干燥 微波干燥 复合干燥 真空冷冻干燥 ‘东方朱砂’ 180.40±1.79 d 238.26±2.42 b 269.67±6.88 a 230.03±3.19 b 191.17±7.67 c ‘骨红朱砂’ 176.99±4.79 c 233.66±5.16 b 269.69±7.17 a 223.33±9.63 b 221.11±4.24 b ‘晓红宫粉’ 193.60±6.25 d 236.42±7.01 b 271.22±4.34 a 214.05±2.44 c 204.24±3.71 c ‘粉皮宫粉’ 186.91±7.98 d 242.91±7.63 b 292.69±3.39 a 222.02±1.34 c 197.54±6.29 d ‘月光玉蝶’ 171.70±2.90 d 241.20±7.81 b 273.73±9.35 a 229.67±1.03 b 208.39±6.02 c ‘粉台玉蝶’ 183.50±2.91 e 232.37±3.88 b 257.62±8.40 a 209.38±2.37 c 197.30±3.15 d ‘素玉绿萼’ 168.43±3.62 e 221.55±0.82 b 234.17±7.48 a 208.39±6.12 c 193.95±4.62 d ‘久观绿萼’ 155.31±5.20 d 229.09±6.76 b 249.32±12.28 a 190.41±4.72 c 189.24±1.65 c 说明：同行不同字母表示同一品种不同干燥方法间差异显著(P＜0.05)。 表 4 不同干燥方法处理前后梅花清除ABST自由基的IC50Table 4 IC50 value of ABST free radical scavenging of P. mume flowers before and after different drying methods品种 清除ABST自由基的IC50/(mg·L−1) 对照 热风干燥 微波干燥 复合干燥 真空冷冻干燥 ‘东方朱砂’ 431.89±1.85 c 528.86±2.95 a 520.90±6.88 a 464.79±5.46 b 454.21±11.33 b ‘骨红朱砂’ 430.89±9.98 c 464.71±6.51 b 494.48±17.93 a 463.13±2.78 b 457.54±5.77 b ‘晓红宫粉’ 436.85±4.07 d 521.48±7.59 b 536.05±9.34 a 470.58±7.23 c 473.88±3.00 c ‘粉皮宫粉’ 423.26±3.85 d 470.38±7.51 b 519.48±5.67 a 463.42±4.80 bc 458.63±6.59 c ‘月光玉蝶’ 435.44±0.87 d 523.76±3.58 b 537.67±7.33 a 467.46±4.29 c 468.04±5.26 c ‘粉台玉蝶’ 434.56±1.98 d 471.71±1.28 c 520.86±5.47 a 469.50±4.63 c 478.67±3.32 b ‘素玉绿萼’ 428.30±5.57 d 490.43±7.95 b 510.52±18.91 a 454.54±5.22 c 452.54±7.60 c ‘久观绿萼’ 410.93±4.46 d 470.38±7.51 b 519.48±5.67 a 459.79±10.02 b 447.29±4.69 c 说明：同行不同字母表示同一品种不同干燥方式间差异显著(P＜0.05)。 除‘骨红朱砂’外，与其他干燥方法相比，真空冷冻干燥后的梅花提取液清除DPPH、ABST自由基的IC50值显著低于热风干燥与微波干燥(P＜0.05)，与复合干燥差异小。真空冷冻干燥后的梅花提取液对DPPH自由基的清除能力是微波干燥后的1.2~1.5倍。复合干燥与真空冷冻干燥后梅花提取液清除ABTS自由基的IC50约为447.29~478.67 mg·L−1。真空冷冻干燥与复合干燥后的梅花提取液对DPPH、ABST自由基清除能力较强。可能由于真空冷冻干燥低温和缺氧的特点，有效减少了抗氧化物的降解，从而保持了更高的抗氧化活性。
2.5 有效成分分析
2.5.1 可溶性蛋白质量分数分析
由图7可知：不同干燥方法处理对梅花可溶性蛋白的保留有显著影响。‘月光玉蝶’‘粉台玉蝶’中复合干燥组可溶性蛋白损失显著小于其他干燥方法(P＜0.05)，损失量分别为26.08、7.92 mg·g−1，‘东方朱砂’‘骨红朱砂’‘晓红宫粉’‘粉皮宫粉’‘久观绿萼’‘素玉绿萼’中，真空冷冻干燥组可溶性蛋白质量分数损失小于其他3种干燥方法，损失量分别为4.91、31.86、3.34、5.38、5.26、3.70 mg·g−1。
图 7 不同干燥方法处理前后梅花的可溶性蛋白质量分数损失量Figure 7 Difference in soluble protein content of P. mume flowers before and after treatment with different drying methods2.5.2 新绿原酸、绿原酸、金丝桃苷、芦丁与异槲皮苷的质量分数变化
新绿原酸、绿原酸是梅花鲜花的主要酚类物质，其质量分数高于黄酮类化合物芦丁、异槲皮苷与金丝桃苷。由图8可知：真空冷冻干燥在所有干燥方法中保留效果最佳，尤其是大部分品种的绿原酸和异槲皮苷质量分数均显著高于除对照外的其他干燥方法(P＜0.05)。复合干燥虽然保留效果略低于真空冷冻干燥，但显著高于热风干燥和微波干燥。
图 8 不同干燥方法处理前后梅花中新绿原酸(A)、绿原酸(B)、芦丁(C)、金丝桃苷(D)及异槲皮苷质量分数(E)的变化Figure 8 Changes of contents of neochlorogenic acid (A), chlorogenic acid (B), rutin (C), hyperoside (D) and isoquercitrin (E) in P. mume flowers before and after different drying methods2.6 综合评价
由上述分析可知：不同干燥方法处理对梅花品质指标的影响不同。熵权-变异系数综合评分和TOPSIS法计算结果如表5和表6所示：4种干燥方法的熵权-变异系数综合评分由高到低依次为真空冷冻干燥法、复合干燥法、热风干燥法和微波干燥法。通过TOPSIS排序法进行验证，结果与熵权-变异系数法分析结果基本一致，TOPSIS排序法中C越大排名越高，真空冷冻干燥法与复合干燥法品质优于热风干燥法和微波干燥法。综合来说真空冷冻干燥法干燥后梅花品质最优，复合干燥法干燥后次之。
表 5 不同干燥方法处理后熵权-变异系数法各梅花指标权重Table 5 Weights of indexes of the P. mume flowers entropy weight-coefficient of variation method after different drying methods品种 指标名称 wj1 wj2 wj 品种 指标名称 wj1 wj2 wj ‘东方朱砂’ 失水率 0.074 6 0.054 0 0.079 8 ‘骨红朱砂’ 失水率 0.072 3 0.054 0 0.079 5 收缩率 0.081 6 0.033 4 0.065 7 收缩率 0.100 3 0.022 4 0.060 3 色差值 0.094 2 0.026 8 0.063 2 色差值 0.072 5 0.050 3 0.076 8 DPPH 0.078 3 0.037 4 0.068 0 DPPH 0.072 7 0.051 2 0.077 6 ABST 0.086 1 0.038 5 0.072 4 ABST 0.072 5 0.050 4 0.076 9 总黄酮 0.078 5 0.040 0 0.070 5 总黄酮 0.076 2 0.043 2 0.073 0 总花青素 0.087 0 0.032 2 0.066 5 总花青素 0.080 9 0.036 9 0.069 5 挥发性分成保留率 0.080 5 0.039 2 0.070 6 挥发性分成保留率 0.094 7 0.028 5 0.066 1 新绿原酸 0.077 0 0.044 9 0.073 9 新绿原酸 0.073 1 0.045 9 0.073 7 绿原酸 0.079 8 0.041 8 0.072 6 绿原酸 0.072 9 0.046 8 0.074 3 芦丁 0.080 2 0.042 9 0.073 7 芦丁 0.075 8 0.042 0 0.071 8 金丝桃苷 0.082 2 0.033 0 0.065 5 金丝桃苷 0.082 9 0.035 8 0.069 3 异槲皮苷 0.075 9 0.050 0 0.077 4 异槲皮苷 0.078 2 0.039 5 0.070 7 可溶性蛋白 0.074 4 0.055 0 0.080 4 可溶性蛋白 0.101 8 0.022 2 0.060 5 ‘晓红宫粉’ 失水率 0.076 6 0.063 7 0.081 2 ‘粉皮宫粉’ 失水率 0.076 1 0.041 3 0.072 4 收缩率 0.083 6 0.037 0 0.064 6 收缩率 0.075 4 0.037 6 0.068 8 色差值 0.079 4 0.043 2 0.068 1 色差值 0.081 3 0.032 7 0.066 6 DPPH 0.078 4 0.050 6 0.073 2 DPPH 0.074 0 0.042 9 0.072 7 ABST 0.084 2 0.046 3 0.072 6 ABST 0.072 5 0.051 6 0.079 0 总黄酮 0.082 3 0.042 3 0.068 5 总黄酮 0.073 6 0.048 8 0.077 4 总花青素 0.077 2 0.054 3 0.075 2 总花青素 0.078 1 0.040 3 0.072 4 挥发性分成保留率 0.080 2 0.045 3 0.070 1 挥发性分成保留率 0.072 5 0.050 4 0.078 1 新绿原酸 0.080 4 0.043 7 0.068 9 新绿原酸 0.092 8 0.027 4 0.065 1 绿原酸 0.079 1 0.048 8 0.072 2 绿原酸 0.089 6 0.027 1 0.063 6 芦丁 0.093 8 0.030 4 0.062 0 芦丁 0.072 4 0.052 3 0.079 5 金丝桃苷 0.084 5 0.045 8 0.072 3 金丝桃苷 0.079 9 0.039 6 0.072 6 异槲皮苷 0.076 7 0.061 3 0.079 6 异槲皮苷 0.098 4 0.023 6 0.062 2 可溶性蛋白 0.077 9 0.048 6 0.071 5 可溶性蛋白 0.090 3 0.032 3 0.069 7 ‘月光玉蝶’ 失水率 0.081 1 0.046 8 0.081 0 ‘粉台玉蝶’ 失水率 0.080 1 0.047 6 0.079 2 收缩率 0.100 3 0.026 2 0.067 4 收缩率 0.106 4 0.025 4 0.066 7 色差值 0.082 8 0.038 1 0.073 9 色差值 0.082 2 0.045 0 0.078 0 DPPH 0.080 6 0.043 4 0.077 8 DPPH 0.082 1 0.045 5 0.078 5 ABST 0.087 6 0.043 7 0.081 4 ABST 0.079 1 0.057 0 0.086 2 总黄酮 0.088 7 0.038 3 0.076 6 总黄酮 0.102 1 0.036 9 0.078 8 含量花青素 0.063 8 0.000 1 0.002 7 总花青素 0.063 8 0.000 1 0.002 7 挥发性分成保留率 0.083 2 0.040 0 0.075 8 挥发性分成保留率 0.082 2 0.041 1 0.074 6 新绿原酸 0.080 6 0.046 1 0.080 1 新绿原酸 0.094 8 0.036 2 0.075 2 绿原酸 0.080 8 0.049 1 0.082 8 绿原酸 0.085 5 0.044 6 0.079 3 芦丁 0.092 0 0.040 4 0.080 1 芦丁 0.083 0 0.045 2 0.078 6 金丝桃苷 0.093 0 0.037 5 0.077 6 金丝桃苷 0.085 1 0.045 1 0.079 5 异槲皮苷 0.092 5 0.031 1 0.070 5 异槲皮苷 0.094 7 0.032 3 0.071 0 可溶性蛋白 0.097 6 0.033 2 0.074 9 可溶性蛋白 0.084 5 0.039 8 0.074 5 ‘素玉绿萼’ 失水率 0.083 7 0.061 3 0.082 2 ‘久观绿萼’ 失水率 0.083 6 0.055 6 0.080 1 收缩率 0.087 1 0.046 4 0.073 0 收缩率 0.089 1 0.042 4 0.072 2 色差值 0.084 2 0.058 4 0.080 5 色差值 0.086 5 0.045 9 0.074 0 DPPH 0.089 1 0.045 1 0.072 8 DPPH 0.088 0 0.052 5 0.079 8 ABST 0.088 6 0.053 3 0.078 9 ABST 0.083 3 0.056 8 0.080 8 总黄酮 0.090 3 0.050 6 0.077 6 总黄酮 0.086 7 0.046 0 0.074 2 总花青素 0.063 8 0.000 1 0.002 7 总花青素 0.063 8 0.000 1 0.002 7 挥发性分成保留率 0.088 6 0.046 2 0.073 4 挥发性分成保留率 0.106 5 0.045 3 0.081 6 新绿原酸 0.093 3 0.045 8 0.075 0 新绿原酸 0.084 4 0.054 7 0.079 8 绿原酸 0.086 9 0.050 0 0.075 7 绿原酸 0.087 3 0.052 8 0.079 8 芦丁 0.090 0 0.051 5 0.078 2 芦丁 0.089 6 0.039 7 0.070 0 金丝桃苷 0.088 0 0.050 1 0.076 3 金丝桃苷 0.089 8 0.050 4 0.079 0 异槲皮苷 0.095 7 0.047 4 0.077 3 异槲皮苷 0.086 6 0.048 9 0.076 4 可溶性蛋白 0.084 3 0.055 9 0.078 8 可溶性蛋白 0.087 0 0.043 8 0.072 5 表 6 不同干燥方法处理后梅花熵权-变异系数综合评分和TOPSIS排序结果Table 6 Comprehensive score and TOPSIS ranking results of entropy-coefficient of variation of P. mume after different drying motheds品种 干燥方法 熵权-变异系数
综合排名TOPSIS排名 品种 干燥方法 熵权-变异系数
综合排名TOPSIS排名 综合评分 排名 C 排名 综合评分 排名 C 排名 ‘东方朱砂’ 热风干燥法 783.50 3 0.501 0 3 ‘骨红朱砂’ 热风干燥法 952.51 3 0.367 5 4 微波干燥法 619.09 4 0.392 3 4 微波干燥法 735.31 4 0.416 1 3 复合干燥法 975.78 2 0.649 3 1 复合干燥法 1276.55 2 0.581 2 1 真空冷冻干燥法 1049.36 1 0.595 0 2 真空冷冻干燥法 1340.41 1 0.552 8 2 ‘晓红宫粉’ 热风干燥法 723.16 3 0.508 3 3 ‘粉皮宫粉’ 热风干燥法 783.50 3 0.378 6 3 微波干燥法 564.06 4 0.413 6 4 微波干燥法 619.09 4 0.417 8 4 复合干燥法 912.86 2 0.598 5 1 复合干燥法 975.78 2 0.565 1 2 真空冷冻干燥法 1045.04 1 0.582 4 2 真空冷冻干燥法 1049.36 1 0.626 6 1 ‘月光玉蝶’ 热风干燥法 590.06 3 0.393 3 4 ‘粉台玉蝶’ 热风干燥法 722.06 3 0.283 0 4 微波干燥法 501.93 4 0.450 8 3 微波干燥法 707.76 4 0.422 5 3 复合干燥法 852.84 2 0.620 7 1 复合干燥法 975.07 2 0.555 4 2 真空冷冻干燥法 953.14 1 0.550 9 2 真空冷冻干燥法 1016.84 1 0.586 4 1 ‘素玉绿萼’ 热风干燥法 812.27 3 0.432 2 3 ‘久观绿萼’ 热风干燥法 877.24 3 0.423 7 3 微波干燥法 713.61 4 0.435 2 4 微波干燥法 706.09 4 0.505 1 4 复合干燥法 1016.70 2 0.580 5 1 复合干燥法 1041.97 2 0.464 3 2 真空冷冻干燥法 1048.38 1 0.564 1 2 真空冷冻干燥法 1150.98 1 0.576 4 1 3. 讨论
梅花具有多种香气成分和气味品质、独特的花色花形以及药用价值，这些特点赋予梅花极大的开发潜力[27]。本研究应用热风干燥、微波干燥、复合干燥和真空冷冻干燥4种不同干燥方法处理梅花，综合考虑了表型、花色、花香成分等因素，对比分析了不同干燥方法对梅花品质的影响。结果显示：干燥方法对梅花的理化属性产生较大的影响。与 ZHANG等[28]的研究一致。真空冷冻干燥的梅花在保持色泽和细胞结构上表现最佳，具较强的清除DHHP和ABST自由基能力，显示出强大的抗氧化能力。复合干燥法能保留梅花活性成分，提升抗氧化能力。这与SHI等[29]的研究结果相符。本研究中，复合干燥法在保留挥发性物质方面表现最佳，不仅提高了梅花的香气质量，还缩短了干燥时间，减少了有效成分的降解。此外，真空冷冻干燥法和复合干燥法处理后的梅花在保留总黄酮、总花青素、绿原酸等有效成分方面均表现出优势。在评估不同梅花品种的质量时，‘绿萼’品种表现出最强的抗氧化能力且各营养成分较高，而‘朱砂’品种在保留花色方面最为突出，并且其花青素质量分数较高。综合评分结果显示：‘骨红朱砂’‘久观绿萼’评分最高，因此，这2个梅花品种适用于梅花花茶的开发。
4. 结论
本研究选取8个梅花品种，采用4种不同干燥方法对梅花鲜花进行研究发现：真空冷冻干燥后的梅花品质最优，复合干燥次之。真空冷冻干燥在品质保持方面表现最佳，但较高的设备成本和长时间的干燥过程限制了其大规模应用。相比之下，复合干燥结合了不同干燥方法的优点，不仅保持了梅花的品质，还缩短了加工时间，为大批量生产提供了可能。可以进一步拓展梅花品种的选择范围，优化复合干燥条件，以提升梅花茶的整体品质。此外，本研究选用了色差值、抗氧化能力和总黄酮质量分数等指标进行综合评价，可以考虑引入更多与梅花品质相关的生化和生理指标，构建更为全面的梅花品质评价体系。
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图 1 不同采样时间和采食强度下土壤微生物量碳和微生物量氮
Figure 1 Soil microbial C and N concentration under different defoliation intensity and sampling time
图 2 不同采食强度下土壤水解酶活性
Figure 2 Soil hydrolytic enzyme activities under different defoliation intensities
图 3 土壤水解酶活性与环境因子的冗余分析
Figure 3 Redundancy analysis of soil hydrolytic enzyme activity and environmental factors
表 1 不同采样时间和采食强度下的土壤理化性质
Table 1. Soil physical and chemical properties under different defoliation intensity and sampling time
月份 采食
行为土壤含
水量/%土壤温
度/℃pH 土壤有机碳/
(g·kg−1)可溶性有机碳/
(mg·kg−1)铵态氮/
(mg·kg−1)硝态氮/
(mg·kg−1)全氮/
(g·kg−1)水溶性氮/
(mg·kg−1)7 ck 17.98±0.98 Aa 23.60±2.50 Aa 5.71±0.02 Ba 63.84±3.90 Ab 67.78±6.35 Aa 36.33±3.42 Aa 10.68±0.69 Ba 7.07±0.15 Aa 17.66±1.11 Aa LD 17.18±1.41 Ba 23.13±2.65 Aa 5.56±0.05 Ba 54.57±1.34 Cc 63.63±4.11 Ba 35.67±2.90 ABa 9.59±0.56 Ba 7.02±0.26 Aa 19.54±0.82 Ba HD 19.40±1.10 Aa 23.05±2.81 Aa 5.72±0.04 Aa 71.68±0.70 Aa 75.59±1.47 Aa 39.74±4.67 ABa 8.93±1.42 Ca 7.51±0.23 Aa 15.69±1.61 Ca 8 ck 19.18±0.63 Aa 18.20±1.22 ABa 5.81±0.03 Aa 70.14±2.73 Aa 53.45±6.51 Aab 16.37±1.14 Ba 14.54±2.60 Ba 6.26±0.15 Ba 32.17±3.87 Ba LD 15.90±1.07 Ba 18.13±0.89 ABa 5.82±0.03 Aa 71.35±2.39 Ba 46.10±3.75 Cb 27.37±2.23 Ba 13.90±1.52 Ba 6.27±0.14 Ba 33.83±1.99 Aa HD 18.35±1.28 Aa 18.33±0.78 ABa 5.73±0.03 Aa 73.14±1.54 Aa 68.53±6.35 Aa 22.36±6.03 BCa 10.87±1.76 Ba 6.09±0.11 Ba 33.82±3.66 Aa 9 ck 18.20±2.24 Aa 13.25±0.69 Ba 5.42±0.03 Ca 72.57±0.45 Ab 55.81±4.70 Ab 7.25±1.66 Ca 24.54±2.90 Ab 5.30±0.12 Cab 20.93±1.20 Ba LD 22.33±0.98 Aa 13.20±0.74 Ba 5.49±0.03 Ca 77.64±1.01 Aa 79.62±1.48 Aa 10.18±2.57 Ca 25.15±1.42 Aab 5.54±0.11 Ca 21.69±1.96 Ba HD 20.00±0.82 Aa 13.33±0.80 Ba 5.47±0.05 Ba 66.98±0.53 Bc 75.78±2.99 Aa 12.93±2.49 Ca 32.93±3.06 Aa 5.22±0.05 Cb 25.51±1.65 Ba 说明：不同大写字母表示同一采食强度不同时间差异显著(P＜0.05)；不同小写字母表示同一时间不同采食强度间差异显著(P＜0.05) 
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表 2 双因素方差分析检验采食强度和采样时间对土壤理化性质的影响
Table 2. Two-way ANOVA of the effects of defoliation intensity and sampling time on soil physicochemical properties
因素 土壤含水量 土壤温度 pH 土壤有机碳 可溶性有机碳 铵态氮 硝态氮 全氮 水溶性氮 微生物量碳 微生物量氮 采食强度 0.404 0.003 0.175 1.511 7.711** 1.345 0.385 0.171 0.406 0.830 0.188 采样时间 3.131 24.117** 62.138** 19.465** 8.957** 38.195** 69.507** 101.126** 38.269** 9.595** 3.170 采食强度×采样时间 2.523 0.033 1.330 12.816** 4.009* 1.648 3.232* 2.104 0.863 1.864 0.873 说明：数值为方差分析的F值；*表示P＜0.05；**表示P＜0.01
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表 3 双因素方差分析检验采食强度和采样时间对土壤胞外酶活性的影响
Table 3. Two-way ANOVA of the effects of defoliation intensity and sampling time on soil extracellular enzyme activities
因素 蔗糖酶 β-葡萄糖苷酶 β-木糖苷酶 纤维二糖水解酶 脲酶 亮氨酸氨基肽酶 N-乙酰-β-D-氨基葡萄糖苷酶 酸性磷酸酶 采食强度 1.749 0.435 1.534 9.232** 1.108 12.470** 32.906** 0.324 采样时间 94.212** 24.420** 46.811** 59.608** 9.623** 358.530** 6.536** 11.718** 采食强度×采样时间 0.759 1.920 1.898 2.117 1.028 50.590** 8.497** 12.521** 说明：数值为方差分析的F值；**表示P＜0.01
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表 4 土壤水解酶活性和土壤环境因子的关系
Table 4. Correlations between soil hydrolytic enzyme activities and the environmental factors
土壤性质 蔗糖酶 β-葡萄糖苷酶 β-木糖苷酶 纤维二糖水解酶 亮氨酸氨基肽酶 硝态氮 −0.74** −0.32 −0.67** −0.38 0.38 铵态氮 0.74** 0.61* 0.63** 0.55 −0.52 全氮 0.79** 0.69** 0.83** 0.76** −0.59* pH 0.45 0.22 0.51 0.22 −0.72** 水溶性氮 −0.28 −0.58* −0.37 −0.64** 0.36 微生物量碳 0.64** 0.17 0.48 0.13 −0.80** 土壤温度 0.83** 0.61* 0.67** 0.47 −0.60* 说明：*表示P＜0.05；**表示P＜0.01
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