留言板

尊敬的读者、作者、审稿人, 关于本刊的投稿、审稿、编辑和出版的任何问题, 您可以本页添加留言。我们将尽快给您答复。谢谢您的支持!

姓名
邮箱
手机号码
标题
留言内容
验证码

不同日龄湖羊羔羊瘤胃上皮细菌的差异

纪雯雯 云燕 王翀 茅慧玲

纪雯雯, 云燕, 王翀, 茅慧玲. 不同日龄湖羊羔羊瘤胃上皮细菌的差异[J]. 浙江农林大学学报, 2023, 40(3): 673-679. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
引用本文: 纪雯雯, 云燕, 王翀, 茅慧玲. 不同日龄湖羊羔羊瘤胃上皮细菌的差异[J]. 浙江农林大学学报, 2023, 40(3): 673-679. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
JI Wenwen, YUN Yan, WANG Chong, MAO Huiling. Differences of ruminal epithelial bacterial diversity of Hu lambs at different ages[J]. Journal of Zhejiang A&F University, 2023, 40(3): 673-679. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
Citation: JI Wenwen, YUN Yan, WANG Chong, MAO Huiling. Differences of ruminal epithelial bacterial diversity of Hu lambs at different ages[J]. Journal of Zhejiang A&F University, 2023, 40(3): 673-679. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482

不同日龄湖羊羔羊瘤胃上皮细菌的差异

doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
基金项目: 国家自然科学基金资助项目(31902179)
详细信息
    作者简介: 纪雯雯(ORCID: 0000-0002-7218-6911),从事反刍动物营养研究。E-mail: jiwenwen339@163.com
    通信作者: 茅慧玲(ORCID: 0000-0001-9399-9287),副教授,从事反刍动物营养研究。E-mail: maohl@zafu.edu.cn
  • 中图分类号: S811.6

Differences of ruminal epithelial bacterial diversity of Hu lambs at different ages

  • 摘要:   目的  比较不同日龄湖羊Ovis aries羔羊瘤胃上皮细菌多样性及菌群组成差异,为幼龄反刍动物早期断奶提供理论依据。  方法  选用10只出生体质量相近的初生湖羊羔羊,分别于日龄30 d (D30)和45 d (D45)各屠宰5只以获得瘤胃上皮组织,对其进行测序及微生物多样性分析。  结果  D45组羔羊瘤胃上皮细菌的操作分类单元(OTU)个数显著多于D30组羔羊(P<0.05),Chao1指数D45组有增加的趋势(P=0.07)。与D45组相比,D30组羔羊瘤胃细菌弯曲杆菌属Campylobacter和肠单胞菌Intestinimonas的相对丰度显著降低(P<0.05),拟杆菌属Bacteroides和小杆菌属Dialister的相对丰度有降低的趋势(P=0.083);而萨顿氏菌属Suttonella、脱硫弧菌属Desulfobulbus和单胞菌属Brachymonas的相对丰度显著增加(P<0.05),琥珀酸菌属Succiniclasticum有增加的趋势(P=0.083)。相关性分析发现:萨顿氏菌属与瘤胃挥发性脂肪酸含量呈正相关(P<0.05),拟杆菌属、琥珀酸菌属、瘤胃球菌属Ruminococcus和奇异菌属Atopobium与瘤胃乳头长度呈负相关(P<0.01),琥珀酸菌属与瘤胃乳头宽度呈正相关(P<0.01)。  结论  不同日龄羔羊的瘤胃上皮细菌定植存在差异,这些菌群参与瘤胃挥发性脂肪酸代谢及瘤胃乳头发育。图7表2参32
  • 图  1  样品稀疏曲线

    Figure  1  Rarefaction curves of samples

    图  2  不同日龄湖羊羔羊瘤胃细菌OTU韦恩图

    Figure  2  Venn diagram showing the unique and shared OTUs at different ages in bacterial communities of Hu lambs

    图  3  基于OTU水平的主坐标分析

    Figure  3  PCoA based on OTU level

    图  4  门水平上瘤胃上皮细菌的相对丰度

    Figure  4  Relative abundance of ruminal epithelial bacteria on phylum level        

    图  5  属水平上瘤胃上皮细菌的相对丰度

    Figure  5  Relative abundance of ruminal epithelial bacteria on genus level     

    图  6  瘤胃上皮微生物属水平上的差异菌属

    Figure  6  Differences of ruminal epithelial bacteria on genus level

    图  7  瘤胃上皮细菌与表型变量的相关分析

    Figure  7  Coefficients for major ruminal epithelial bacterial genera and phenotypic variables

    表  1  饲料的化学成分组成

    Table  1.   Chemical composition of the feeds

    饲料类别饲料成分干物质质量分数/(g·kg−1)
    干物质粗蛋白中性洗
    涤纤维
    酸性洗
    涤纤维
    粗灰分
    代乳粉945.0184.036.09.07.26.341.0
    开食料914.0174.0169.073.012.15.973.0
    羊草 929.084.9659.0384.02.41.060.0
      说明:开食料为每100.0 g干物质中,由58.5 g玉米、10.0 g小麦粉、27.0 g豆粕、1.1 g碳酸氢钙、1.4 g石灰石、1.0 g氯化钠和1.0 g维生素矿物质组成的预混料。
    下载: 导出CSV

    表  2  不同日龄羔羊瘤胃上皮细菌多样性指数

    Table  2.   Ruminal epithelial bacterial diversity of Hu lambs at different ages       

    项目OTU数Chao1
    指数
    Shannon
    指数
    Simpson
    指数
    Coverage
    指数
    D30 171 b 243±28 a 4.98±0.16 a 0.93±0.02 a 99.90±0.04 a
    D45 211 a 290±33 a 5.32±0.39 a 0.93±0.04 a 99.80±0.02 a
    均值标准误 11.100 15.400 0.148 0.014 0.000
    P 0.040 0.070 0.152 0.932 0.338
      说明:同列不同字母表示差异显著(P<0.05)。
    下载: 导出CSV
  • [1] 杨斌. 早期补饲苜蓿调节幼龄湖羊生长和瘤胃发育的机制研究[D]. 杭州: 浙江大学, 2016.

    YANG Bin. Mechanism in Growth and Rumen Development Alteration by Early Alfalfa Supplementation in Hu Lambs [D]. Hangzhou: Zhejiang University, 2016.
    [2] ZHANG Ruiyang, YE Huimin, LIU Junhua, et al. High-grain diets altered rumen fermentation and epithelial bacterial community and resulted in rumen epithelial injuries of goat [J]. Applied Microbiology and Biotechnology, 2017, 101(18): 6981 − 6992.
    [3] MALMUTHUGE N, LI Meiju, CHEN Yanhong, et al. Distinct commensal bacteria associated with ingesta and mucosal epithelium in the gastrointestinal tracts of calves and chickens [J]. FEMS Microbiology Ecology, 2012, 79(2): 337 − 347.
    [4] MALMUTHUGE N, GRIEBEL P J. Taxonomic identification of commensal bacteria associated with the mucosa and digest throughout the gastrointestinal tract of preweaned calves [J]. Applied and Environmental Microbiology, 2014, 80(6): 2021 − 2028.
    [5] STEWART C S, FLINT H J, BRYANT M P. The rumen bacteria [M]//HOBSON P N, STEWART C S. The Rumen Microbial Ecosystem. 2nd ed. New York: Springer-Verlag, 1997: 10 − 72.
    [6] CAPORASO J G, KUCZYNSKI J, STOMBAUGH J, et al. QIIME allows analysis of high-throughput community sequencing data [J]. Nature Methods, 2010, 7(5): 335 − 336.
    [7] MAO Huiling, WANG Chong, YU Zhongtang. Weaning ages do not affect the overall growth or carcass traits of Hu sheep [J/OL]. Animals, 2019, 9(6): 356[2022-07-20]. doi: 10.3390/ani9060356.
    [8] CHENG K J, McCOWAN R P, COSTERTON J W. Adherent epithelial bacteria in ruminants and their roles in digestive tract function [J]. The American Journal of Clinical Nutrition, 1979, 32(1): 139 − 148.
    [9] MUYZER G, de WAAL E C, UITTERLINDEN A G. Profiling of complex microbial populations by denaturing gradient gel electrophoresis analysis of polymerase chain reaction-amplified genes coding for 16S rRNA [J]. Applied and Environmental Microbiology, 1993, 59(3): 695 − 700.
    [10] CHO S J, CHO K M, SHIN E C, et al. 16S rDNA analysis of bacterial diversity in three fractions of cow rumen [J]. Journal of Microbiology and Biotechnology, 2006, 16(1): 92 − 101.
    [11] SADET-BOURGETEAU S, MARTIN C, MORGAVI D P. Bacterial diversity dynamics in rumen epithelium of wethers fed forage and mixed concentrate forage diets [J]. Veterinary Microbiology, 2010, 146(1/2): 98 − 104.
    [12] HU Fan, XUE Yanfang, GUO Changzheng, et al. The response of ruminal fermentation, epithelium-associated microbiota, and epithelial barrier function to severe feed restriction in pregnant ewes [J]. Journal of Animal Science, 2018, 96(10): 4293 − 4305.
    [13] JIAO Jinzhen, HUANG Jinyu, ZHOU Chuanshe, et al. Taxonomic identification of ruminal epithelial bacterial diversity during rumen development in goats [J]. Applied and Environmental Microbiology, 2015, 81(10): 3502 − 3509.
    [14] HEINRICHS A J, HEINRICHS B S. A prospective study of calf factors affecting first-lactation and lifetime milk production and age of cows when removed from the herd [J]. Journal of Dairy Science, 2011, 94(1): 336 − 341.
    [15] YÁÑEZ-RUIZ D R, ABECIA L, NEWBOLD C J. Manipulating rumen microbiome and fermentation through interventions during early life: a review [J/OL]. Frontiers in Microbiology, 2015, 6: 1133[2022-07-20]. doi: 10.3389/fmicb.2015.01133.
    [16] REY M, ENJALBERT F, COMBES S, et al. Establishment of ruminal bacterial community in dairy calves from birth to weaning is sequential [J]. Journal of Applied Microbiology, 2014, 116(2): 245 − 257.
    [17] MAO Huiling, ZHANG Yanfang, YUN Yan, et al. Weaning age affects the development of the ruminal bacterial and archaeal community in Hu lambs during early life [J/OL]. Frontiers in Microbiology, 2021, 12: 636865[2022-07-20]. doi: 10.3389/fmicb.2021.636865.
    [18] SCHÄREN M, KIRI K, RIEDE S, et al. Alterations in the rumen liquid-, particle- and epithelium-associated microbiota of dairy cows during the transition from a silage- and concentrate-based ration to pasture in spring [J/OL]. Frontiers in Microbiology, 2017, 8: 744[2022-07-20]. doi: 10.3389/fmicb.2017.00744.
    [19] PETRI R M, SCHWAIGER T, PENNER G B, et al. Changes in the rumen epimural bacterial diversity of beef cattle as affected by diet and induced ruminal acidosis [J]. Applied and Environmental Microbiology, 2013, 79(12): 3744 − 3755.
    [20] ANDERSON C J, KOESTER L R, SCHMITZ-ESSER S. Rumen epithelial communities share a core bacterial microbiota: a meta-analysis of 16S rDNA gene illumine miseq sequencing datasets [J/OL]. Frontiers in Microbiology, 2021, 12: 625400[2022-07-20]. doi: 10.3389/fmicb.2021.625400.
    [21] LIU J, BIAN G, SUN D, et al. Starter feeding altered ruminal epithelial bacterial communities and some key immune-related genes' expression before weaning in lambs [J]. Journal of Animal Science, 2017, 95(2): 910 − 921.
    [22] 阮继生. “伯杰氏系统细菌学手册(第2版)”第5卷与我国的放线菌系统学研究[J]. 微生物学报, 2013, 53(6): 521 − 530.

    RUAN Jisheng. Bergey ’s Manual of Systematic Bacteriology (Second Edition) Volume 5 and the study of actinomycetes systematic in China [J]. Acta Microbiologica Sinica, 2013, 53(6): 521 − 530.
    [23] KRUEGER N A, ANDERSON R C, KRUEGER W K, et al. Prevalence and concentration of Campylobacter in rumen contents and feces in pasture and feedlot-fed cattle [J]. Foodborne Pathogens and Disease, 2008, 5(5): 571 − 577.
    [24] INGLIS G D, MCALLISTER T A, BUSZ H W, et al. Effects of subtherapeutic administration of antimicrobial agents to beef cattle on the prevalence of antimicrobial resistance in Campylobacter jejuni and Campylobacter hyointestinalis [J]. Applied and Environmental Microbiology, 2005, 71(7): 3872 − 3881.
    [25] DOWNES J, MUNSON M, WADE W G. Dialister invisus sp. nov., isolated from the human oral cavity [J]. International Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology, 2003, 53(6): 1937 − 1940.
    [26] ISABELA N, RÔÇAS I N, SIQUEIRA J F. Characterization of Dialister species in infected root canals [J]. Journal of Endodontics, 2006, 32(11): 1057 − 1061.
    [27] BROADWAY P R, CALLAWAY T R, CARROLL J A, et al. Evaluation of the ruminal bacterial diversity of cattle fed diets containing citrus pulp pellets [J]. Agriculture,Food and Analytical Bacteriology, 2012, 2(4): 297 − 308.
    [28] MYER P R, SMITH T P L, WELLS J E, et al. Rumen microbiome from steers differing in feed efficiency [J/OL]. PLoS One, 2015, 10(6): e0129174[2022-07-20]. doi: 10.1371/journal.pone.0129174.
    [29] HAYASHI Y, SAITO T, OHSHIMA T, et al. Terminal RELP analysis to determine the oral microbiota with hyposalivation [J]. Archives of Microbiology, 2014, 196(7): 489 − 496.
    [30] PARKES R J, CALDER A G. The cellular fatty-acids of 3 strains of Desulfobulbus, a propionate-utilizing sulfate reducing bacterium [J]. FEMS Microbiology Ecology, 1985, 31: 361 − 363.
    [31] van GYLSWYK N O. Succiniclasticum ruminis gen. nov., sp. nov., a ruminal bacterium converting succinate to propionate as the sole energy-yielding mechanism [J]. International Journal of Systematic Bacteriology, 1995, 45(2): 297 − 300.
    [32] KLAENHAMMER T R, KLEEREBEZEM M, KOPP M V, et al. The impact of probiotics and prebiotics on the immune system [J]. Nature Reviews Immunology, 2012, 12(10): 728 − 734.
  • [1] 赵定蓉, 陆梅, 赵旭燕, 闪昇阳, 孙官发, 孙煜佳, 刘国庆, 郭础鸟, 陈志明.  土壤细菌群落对纳帕海高原湿地退化的响应 . 浙江农林大学学报, 2024, 41(2): 406-418. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20230331
    [2] 成思丽, 王丹, 贺斌, 胡兆柳, 陈林, 唐军荣, 陈诗, 许玉兰, 蔡年辉.  不同苗龄云南松苗木平茬根系形态特征分析 . 浙江农林大学学报, 2024, 41(2): 322-332. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20230466
    [3] 高宁, 邢意警, 熊瑞, 史文辉.  丛枝菌根真菌和溶磷细菌协调植物获取磷素的机制 . 浙江农林大学学报, 2023, 40(6): 1167-1180. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220765
    [4] 牛思杰, 王娜, 崔百祥, 王传贵, 武恒, 张双燕.  不同竹龄和部位对毛竹纤维形态及结晶度的影响 . 浙江农林大学学报, 2023, 40(2): 446-452. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220749
    [5] 胡策, 梁谢恩, 王海湘, 徐超, 周哲宇, 朱丽娜, 黄皓南, 张汝民, 温国胜.  毛竹快速生长期光合蒸腾日变化特征 . 浙江农林大学学报, 2018, 35(2): 277-283. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.2018.02.011
    [6] 罗金燕, 杨春兰, 陈磊, 王丽, 毛胜凤, 李斌.  桑细菌性萎蔫病及其病原的红外光谱鉴别 . 浙江农林大学学报, 2015, 32(4): 578-584. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.2015.04.013
    [7] 吴春太, 刘汉文, 马征宇, 李维国, 曾日中.  不同割龄橡胶树PR107产胶量的月变化特征 . 浙江农林大学学报, 2015, 32(6): 868-874. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.2015.06.007
    [8] 曾腓力, 贲爱玲, 郑敬荣, 韩正敏.  美国松材线虫体表携带优势细菌的鉴定及致病性 . 浙江农林大学学报, 2012, 29(5): 696-702. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.2012.05.010
    [9] 管雨, 杨洋, 张智俊, 罗淑萍, 汤定钦.  毛竹大片段双元细菌人工染色体基因组文库的构建 . 浙江农林大学学报, 2011, 28(4): 527-532. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.2011.04.001
    [10] 周帅, 马楠, 林富平, 张汝民, 高岩.  樟树花挥发性有机化合物日动态变化分析 . 浙江农林大学学报, 2011, 28(6): 986-991. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.2011.06.025
    [11] 高铭聪, 蒋文伟, 金竹秀, 郭慧慧, 梅艳霞.  西径山森林公园夏季空气负离子日变化 . 浙江农林大学学报, 2011, 28(4): 667-673. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.2011.04.023
    [12] 吴志毅, 方媛, 陈曦, 张慧丽, 张明哲, 李斌.  浙江省蝴蝶兰细菌性软腐病病原鉴定 . 浙江农林大学学报, 2010, 27(4): 635-639. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.2010.04.027
    [13] 龚伟, 宫渊波, 胡庭兴, 陈林武, 张发会, 王景燕, 朱志芳.  湿地松幼树冠层光合作用日变化及其影响因素 . 浙江农林大学学报, 2006, 23(1): 29-34.
    [14] 李纪元, 田敏, 李辛雷, 范正琪, 倪穗.  成熟龄杂交鹅掌楸再生体系的建立 . 浙江农林大学学报, 2006, 23(5): 512-515.
    [15] 谢立群, 巨云为, 杨振德, 赵博光.  接种松材线虫后黑松接种枝内细菌和线虫的数量变化 . 浙江农林大学学报, 2005, 22(3): 310-314.
    [16] 李晓征, 彭峰, 徐迎春, 郝日明.  不同遮荫下多脉青冈和金叶含笑幼苗叶片的气体交换日变化 . 浙江农林大学学报, 2005, 22(4): 380-384.
    [17] 卢凤珠, 徐跃标, 钱俊, 徐群芳, 严建敏.  不同竹龄毛竹材燃烧性能的研究 . 浙江农林大学学报, 2005, 22(2): 198-202.
    [18] 谢立群, 赵博光, 巨云为, 梁波.  松材线虫携带细菌的光镜观察与数量测定 . 浙江农林大学学报, 2002, 19(4): 346-349.
    [19] 梁锦锋, 陈欣, 唐建军.  1 株磷细菌基本培养条件的研究 . 浙江农林大学学报, 2002, 19(4): 342-345.
    [20] 金爱武, 郑炳松, 陶金星, 方道友.  雷竹光合速率日变化及其影响因子 . 浙江农林大学学报, 2000, 17(3): 271-275.
  • 加载中
  • 链接本文:

    https://zlxb.zafu.edu.cn/article/doi/10.11833/j.issn.2095-0756.20220482

    https://zlxb.zafu.edu.cn/article/zjnldxxb/2023/3/673

图(7) / 表(2)
计量
  • 文章访问数:  165
  • HTML全文浏览量:  40
  • PDF下载量:  21
  • 被引次数: 0
出版历程
  • 收稿日期:  2022-07-31
  • 修回日期:  2023-01-16
  • 录用日期:  2023-02-27
  • 刊出日期:  2023-05-20

不同日龄湖羊羔羊瘤胃上皮细菌的差异

doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
    基金项目:  国家自然科学基金资助项目(31902179)
    作者简介:

    纪雯雯(ORCID: 0000-0002-7218-6911),从事反刍动物营养研究。E-mail: jiwenwen339@163.com

    通信作者: 茅慧玲(ORCID: 0000-0001-9399-9287),副教授,从事反刍动物营养研究。E-mail: maohl@zafu.edu.cn
  • 中图分类号: S811.6

摘要:   目的  比较不同日龄湖羊Ovis aries羔羊瘤胃上皮细菌多样性及菌群组成差异,为幼龄反刍动物早期断奶提供理论依据。  方法  选用10只出生体质量相近的初生湖羊羔羊,分别于日龄30 d (D30)和45 d (D45)各屠宰5只以获得瘤胃上皮组织,对其进行测序及微生物多样性分析。  结果  D45组羔羊瘤胃上皮细菌的操作分类单元(OTU)个数显著多于D30组羔羊(P<0.05),Chao1指数D45组有增加的趋势(P=0.07)。与D45组相比,D30组羔羊瘤胃细菌弯曲杆菌属Campylobacter和肠单胞菌Intestinimonas的相对丰度显著降低(P<0.05),拟杆菌属Bacteroides和小杆菌属Dialister的相对丰度有降低的趋势(P=0.083);而萨顿氏菌属Suttonella、脱硫弧菌属Desulfobulbus和单胞菌属Brachymonas的相对丰度显著增加(P<0.05),琥珀酸菌属Succiniclasticum有增加的趋势(P=0.083)。相关性分析发现:萨顿氏菌属与瘤胃挥发性脂肪酸含量呈正相关(P<0.05),拟杆菌属、琥珀酸菌属、瘤胃球菌属Ruminococcus和奇异菌属Atopobium与瘤胃乳头长度呈负相关(P<0.01),琥珀酸菌属与瘤胃乳头宽度呈正相关(P<0.01)。  结论  不同日龄羔羊的瘤胃上皮细菌定植存在差异,这些菌群参与瘤胃挥发性脂肪酸代谢及瘤胃乳头发育。图7表2参32

English Abstract

纪雯雯, 云燕, 王翀, 茅慧玲. 不同日龄湖羊羔羊瘤胃上皮细菌的差异[J]. 浙江农林大学学报, 2023, 40(3): 673-679. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
引用本文: 纪雯雯, 云燕, 王翀, 茅慧玲. 不同日龄湖羊羔羊瘤胃上皮细菌的差异[J]. 浙江农林大学学报, 2023, 40(3): 673-679. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
JI Wenwen, YUN Yan, WANG Chong, MAO Huiling. Differences of ruminal epithelial bacterial diversity of Hu lambs at different ages[J]. Journal of Zhejiang A&F University, 2023, 40(3): 673-679. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
Citation: JI Wenwen, YUN Yan, WANG Chong, MAO Huiling. Differences of ruminal epithelial bacterial diversity of Hu lambs at different ages[J]. Journal of Zhejiang A&F University, 2023, 40(3): 673-679. doi: 10.11833/j.issn.2095-0756.20220482
  • 断奶是反刍动物饲养过程中必须经历的一个阶段,而早期断奶是为提高生产效率所采用的技术手段之一。断奶前瘤胃的充分发育为断奶成功实施和缓解断奶应激有着重要的意义[1]。近年来,瘤胃上皮细菌的变化受到研究学者的关注。有研究认为:不同于瘤胃内容物相关的细菌群落[2],瘤胃上皮细菌群落在幼龄反刍动物中具有某些特定的功能(宿主代谢、免疫应答和瘤胃发育)[34]。瘤胃内容物相关细菌受到诸多宿主因素影响,如日粮、年龄、抗生素摄入以及宿主的健康;此外,这些菌群也受到环境因素的影响,如地理位置、季节和饲养方式等[5]。然而上述因素对瘤胃上皮相关菌群影响还未见报道。因此,准确认识瘤胃上皮细菌在反刍动物生长过程中的演化,有利于进一步通过营养手段调控瘤胃上皮细菌的组成,促进瘤胃上皮细菌的尽早成熟,为调控幼龄反刍动物的发育提供新思路。鉴于此,本研究以湖羊Ovis aries羔羊为研究对象,探讨了2个日龄羔羊瘤胃上皮细菌群落结构以及多样性的差异,为幼龄反刍动物实施早期断奶技术提供理论依据。

    • 选用10只出生体质量相近[(3.60±0.37) kg]的初生湖羊羔羊,于日龄5 d时饲喂代乳粉,每天3次,自由采食;并于日龄10 d开始饲喂开食料及羊草。代乳粉、开食料和羊草的营养水平见表1。羔羊分别于日龄30 d (D30)和45 d (D45)屠宰5只(n=5)。屠宰后,立即将瘤胃组织用无菌磷酸盐缓冲盐水(pH 7.4)冲洗3次,以清除不能附着的细菌,先置于液氮中,后迅速转移至−80 ℃保存。

      表 1  饲料的化学成分组成

      Table 1.  Chemical composition of the feeds

      饲料类别饲料成分干物质质量分数/(g·kg−1)
      干物质粗蛋白中性洗
      涤纤维
      酸性洗
      涤纤维
      粗灰分
      代乳粉945.0184.036.09.07.26.341.0
      开食料914.0174.0169.073.012.15.973.0
      羊草 929.084.9659.0384.02.41.060.0
        说明:开食料为每100.0 g干物质中,由58.5 g玉米、10.0 g小麦粉、27.0 g豆粕、1.1 g碳酸氢钙、1.4 g石灰石、1.0 g氯化钠和1.0 g维生素矿物质组成的预混料。
    • 羔羊瘤胃上皮样品送至上海锐翌生物科技有限公司进行测序及微生物多样性分析。提取羔羊瘤胃上皮细菌总DNA后,用341F/806R通用引物(上游为5′-ACTCCTACGGGRSGCAGCAG-3′;下游为5′-GGACTACVVGGGTATCTAATC-3′)扩增16S rDNA保守区域V3~V4区,并对产物进行纯化,定量和均一化形成测序文库,测序平台为Illumina HiSeq PE250。测序完成后,对原始数据进行全质控,通过97%相似度的标准聚类,得到操作分类单元(OTU),每个OTU被认为可代表1个物种。将具有代表性的OTU序列与数据库比对,得到每个OTU对应的物种分类信息以及从门到属水平各样品的群落组成情况[6]。原始数据提交到美国生物技术信息中心(NCBI),序列号为PRJNA857329。

    • 数据采用Excel 2010进行整理,结果采用SAS 8.0软件Duncan’s方差分析对各处理组进行多重比较。

    • 下机序列经拼接、优化、质控后共得到460 073条优质序列,平均每个样品为(57 509±7 989)条。共获得OTU为503个,平均每个样品OTU有(252±38)个。2组瘤胃上皮细菌的稀疏曲线见图1,虽然没有得到完全的平缓,但斜率在不断的减小,说明趋向于饱和。

      图  1  样品稀疏曲线

      Figure 1.  Rarefaction curves of samples

      从α多样性指数(表2)可知:D45组羔羊瘤胃上皮细菌的OTU个数显著多于D30组羔羊(P<0.05),Chao1指数D45组有增加的趋势(P=0.07),但是Shannon指数和Simpson指数2组间均差异不显著(P>0.05),Coverage指数2组均在99%以上。因此,说明测序深度能准确反映湖羊瘤胃上皮微生物组成。

      表 2  不同日龄羔羊瘤胃上皮细菌多样性指数

      Table 2.  Ruminal epithelial bacterial diversity of Hu lambs at different ages       

      项目OTU数Chao1
      指数
      Shannon
      指数
      Simpson
      指数
      Coverage
      指数
      D30 171 b 243±28 a 4.98±0.16 a 0.93±0.02 a 99.90±0.04 a
      D45 211 a 290±33 a 5.32±0.39 a 0.93±0.04 a 99.80±0.02 a
      均值标准误 11.100 15.400 0.148 0.014 0.000
      P 0.040 0.070 0.152 0.932 0.338
        说明:同列不同字母表示差异显著(P<0.05)。

      从韦恩图(图2)可见:不同日龄湖羊羔羊瘤胃细菌共有的OTU数为271个,D45组羔羊特有的OTU为169个,而D30组羔羊特有的OTU数较少,为63个。

      图  2  不同日龄湖羊羔羊瘤胃细菌OTU韦恩图

      Figure 2.  Venn diagram showing the unique and shared OTUs at different ages in bacterial communities of Hu lambs

      基于UniFrac的加权主坐标分析其第1主成分和第2主成分的贡献率分别为44.50%和19.51%(图3)。两组羔羊个体差异较为显著,分布较为涣散,然而D30组和D45组分离较远,说明随着日龄的增长羔羊瘤胃上皮细菌分布存在差异。

      图  3  基于OTU水平的主坐标分析

      Figure 3.  PCoA based on OTU level

    • 瘤胃上皮细菌门分类图(图4)显示:瘤胃上皮细菌主要归于厚壁菌门Firmicutes、拟杆菌门Bacteroidetes、变形菌门Proteobacteria和放线菌门Actinobacteria四大类。D45组(14.10%)放线菌门的相对丰度较D30组(4.36%)高。

      图  4  门水平上瘤胃上皮细菌的相对丰度

      Figure 4.  Relative abundance of ruminal epithelial bacteria on phylum level        

      图5可知:羔羊瘤胃上皮细菌中,普雷沃氏菌属Prevotella、弯曲杆菌属Campylobacter、欧陆森氏菌属Olsenella和拟杆菌属Bacteroides为优势菌属,其中普雷沃氏菌属Prevotella所占比例为25%。

      图  5  属水平上瘤胃上皮细菌的相对丰度

      Figure 5.  Relative abundance of ruminal epithelial bacteria on genus level     

      Kruskal-Wallis非参数检验获得的组间总体差异结果显示(图6):与D30组羔羊相比,D45组羔羊瘤胃上皮弯曲杆菌属和肠单胞菌Intestinimonas的相对丰度显著降低(P<0.05),拟杆菌属和小杆菌属Dialister的相对丰度有降低的趋势(P=0.083);而萨顿氏菌属Suttonella、脱硫弧菌属Desulfobulbus和单胞菌属Brachymonas的相对丰度显著增加(P<0.05),琥珀酸菌属Succiniclasticum有增加的趋势(P=0.083)。

      图  6  瘤胃上皮微生物属水平上的差异菌属

      Figure 6.  Differences of ruminal epithelial bacteria on genus level

      结合瘤胃挥发性脂肪酸、瘤胃乳头长度和宽度[7],与瘤胃上皮微生物进行相关性分析发现(图7):萨顿氏菌属与瘤胃挥发性脂肪酸呈正相关(P<0.05),拟杆菌属、琥珀酸菌属、瘤胃球菌属Ruminococcus和奇异菌属Atopobium与瘤胃乳头长度呈负相关(P<0.001),琥珀酸菌属与瘤胃乳头宽度呈正相关(P<0.001)。

      图  7  瘤胃上皮细菌与表型变量的相关分析

      Figure 7.  Coefficients for major ruminal epithelial bacterial genera and phenotypic variables

    • 反刍动物瘤胃内细菌可分为3个不同的亚群,包括瘤胃内容物细菌、饲料颗粒细菌和瘤胃上皮细菌,这3种细菌种群在瘤胃内相互影响相互作用[8]。然而,与另外2个种群相比,瘤胃上皮细菌因其较低的密度(占总菌数的1%~2%)而研究较少[9]。据报道:瘤胃上皮相关菌群在分类鉴定和功能上与瘤胃内容物细菌群存在明显差异[2, 10]。SADET-BOURGETEAU等[11]研究发现:瘤胃上皮菌群在饲喂高精料和粗饲料间不存在显著差异,推断与瘤胃内容物细菌群相比,瘤胃上皮菌似乎更加稳定。HU等[12]研究限饲对怀孕母羊影响时,发现瘤胃上皮菌群较为稳定,不受限饲影响。新生动物瘤胃上皮发育特征在宿主代谢、免疫应答和瘤胃发育中起着重要作用,因此瘤胃上皮细菌定植对微生物群与宿主的关系具有重要意义,可影响宿主的早期发育和健康[13],甚至对成年后的表现和健康产生持久的影响[1415]。杨斌[1]研究表明:日龄10 d羔羊瘤胃上皮已有丰富的微生物定植,微生物多样性已经建立。本研究发现:随着日龄的增加,日龄45 d组羔羊瘤胃上皮细菌的多样性较日龄30 d组更为丰富,且各自具有独特的菌群,这一结果与JIAO等[13]的结论一致。JIAO等[13]探究了5个日龄(0、7、28、42和70 d)山羊瘤胃上皮菌群的定植情况,结果发现每个日龄组的山羊瘤胃上皮都有其独特的菌群,且高日龄组的山羊瘤胃上皮菌群较低日龄组的更为多样化,这与瘤胃内容物的微生物定植过程相似[1617]。MAO等[17]研究指出:日龄45 d羔羊瘤胃内容物细菌的OTU数和系统发育多样性指数均高于日龄30 d羔羊。

      厚壁菌门、拟杆菌门和变形菌门三大菌门是湖羊瘤胃上皮的主要菌门,这与SCHÄREN等[18]、PETRI等[19]、JIAO等[13]报道的反刍动物瘤胃上皮微生物的主要菌门一致。ANDERSON等[20]研究指出:厚壁菌门、拟杆菌门和变形菌门在门水平上相对丰度可达79.70%。尽管某些细菌的丰度随年龄的变化而变化,但它们在所有日龄中均存在,说明这些细菌是湖羊瘤胃上皮微生物区系的核心菌群。LIU等[21]研究发现:饲喂开食料显著降低了变形菌门的相对丰度,这一菌门的许多成员主要负责蛋白质降解和固氮的作用[22]。JIAO等[13]研究发现:随着日龄的增加,山羊瘤胃上皮中变形菌门的相对丰度显著降低,可能与母乳的摄入降低和精料开食料的投入有关。本研究中,2个日龄组变形菌门的相对丰度并不存在显著差异,可能原因是2组羔羊的饲喂方式相同,且采食量无显著差异[6]。同样,瘤胃内容物菌群结果也显示:4个主要菌门在2个日龄组不存在显著差异[17]

      属水平上,普雷沃氏菌属、弯曲杆菌属和欧陆森氏菌属三大菌属是湖羊瘤胃上皮的优势菌属。这一结果与LIU等[21]的研究结果一致,且发现弯曲杆菌属在日龄45 d组相对丰度显著降低。弯曲杆菌属是革兰氏阴性菌,在奶牛、绵羊以及山羊的肠道中定植[23]。JIAO等[13]发现:日龄42 d的山羊羔羊瘤胃上皮弯曲杆菌属占优势,其相对丰度可达20.33%。INGLIS等[24]和KRUEGER等[23]均研究指出:与饲喂精饲料相比,饲喂粗饲料,可从牛的瘤胃中分离出较多的弯曲杆菌属。本研究发现:随着日龄的增加,小杆菌属相对丰度有下降趋势。小杆菌属能够分解糖类,所包含的菌种常在口腔内被检测到[2526],同时,小杆菌属也在瘤胃中出现[2728]。研究表明:口腔中小杆菌属含量的增加与唾液减少有关[29],这提示瘤胃上皮小杆菌属相对丰度的减少可能与瘤胃的缓冲能力和液体周转有关[1, 28]。JIAO等[13]研究指出:日龄70 d羔羊瘤胃上皮中脱硫弧菌属是优势菌属,相对丰度达3.78%。有研究认为:脱硫弧菌属与硫的还原和丙酸的生成有关[30],琥珀酸菌属虽然不能发酵碳水化合物和氨基酸,但能将琥珀酸盐转化为丙酸[31],然而本研究中脱硫弧菌属和琥珀酸菌属的丰度与丙酸水平[6]呈相反的变化。

      本研究表明:萨顿氏菌属与瘤胃挥发性脂肪酸呈正相关,拟杆菌属、琥珀酸菌属、瘤胃球菌属和奇异菌属与瘤胃乳头长度呈负相关,而琥珀酸菌属与瘤胃乳头宽度呈正相关,说明这些菌可能参与挥发性脂肪酸的代谢以及瘤胃组织的发育。此外,也有研究认为:特异的微生物通过促炎和抗炎途径及上皮细胞介导的信号来调节宿主的免疫反应[32]

    • 日龄45 d组羔羊瘤胃上皮细菌群落多样性较日龄30 d组更为丰富,且2个日龄组有各自不同的微生物区系,提示不同日龄羔羊的瘤胃上皮细菌定植存在差异,且通过相关性分析表明:这些菌群参与了瘤胃挥发性脂肪酸的代谢与瘤胃乳头的发育。

参考文献 (32)

目录

    /

    返回文章
    返回