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转座子(transposable elements，TEs)被定义为能够在生物体基因组中移动的DNA序列，能在同一染色体的不同位点或者不同染色体之间转移[1]。由于起源和进化路径的差异，TEs包含不同的家族。FINNEGAN[2]首次根据TEs的转座中间体和转座机制将转座子分为Ⅰ类RNA转座子(retrotransposons)和Ⅱ类DNA转座子(DNA transposons)。Ⅰ类通过RNA介导的复制-粘贴过程迅速增殖，RNA转座子进一步分为：长末端重复序列反转录转座子(long terminal repeat，LTR，也称为内源性逆转录病毒)、非LTR反转录转座子(non-LTR)、PLEs(penelope-like elements)、DIRS(dictyostelium intermediate repeat sequence)[3]。Ⅱ类使用剪切-粘贴机制增加拷贝数[4-5]，包括末端反向重复序列(terminal inverted repeat，TIR)、微型反向重复序列转座子(miniature inverted repeat transposable elements，MITEs)和Helitrons[2]。自然选择和遗传漂变导致TEs在不同物种中类别的比例和含量都不相同，在同一物种的个体之间也存在差异[6]。研究表明：人类基因组大约一半为TEs[7]，其中RNA反转座子约42%[8]，LTR反转座子约8%[9]；在小鼠Mus musculus和人类的基因组中，长散在核元件(long interspersed nuclear elements-1，LINE-1)大约20%[10]；小麦Triticum aestivum和小麦白粉病真菌Blumeria graminis基因组中，90%的序列是TEs[11]；水稻Oryza sativa转座子的20%~40%中，Ⅱ类DNA转座子含量甚至高于Ⅰ类RNA转座子4倍以上[12]，其中LTR约14%，而non-LTR反转座子却只有1%[13]。在玉米Zea mays基因组中，TEs含量高达85%，其中LTR反转座子和其他TEs家族含量分别为70%和15%[14-15]。通常，TEs对宿主有很多积极的影响。例如，TEs的插入控制着包括牵牛花Ipomoea purpurea在内的所有花色变化[16]，贡献了可供选择的性状。反转录转座子的正常转座不仅可以产生果肉呈红色的血橙Citrus sinensis[17]，还控制着葡萄Vitis vinifera[18]和番茄Solanum lycopersicum[19]等果实的颜色和形状，也参与着番茄茎尖分生组织的形成[20]，还影响着哺乳动物骨骼的发育[21]。并且，可以利用TEs的激活诱导疾病的发生，从而明确疾病的机理，寻找出治疗的药物与方法。然而，由于TEs的负面影响而被称为“垃圾DNA”。例如，LINE-1是人类基因组中唯一的自主转座元件，它的表达成为许多恶性肿瘤的标志[22]，并且导致包括精神分裂症在内的众多精神疾病[23]，人类的120多种遗传疾病都是由于LINE-1的插入而引起的[24]，其拷贝数的增加会导致腺瘤性息肉病基因(APC)肿瘤抑制基因突变从而引发人类直肠癌(colorectal cancer，CRC)[25]。ZmNAC111
基因是维持玉米幼苗耐旱性的关键基因，MITE转座子的插入会下调ZmNAC111的表达，从而引起玉米幼苗的干旱敏感性增强[26]。在小鼠生殖系中，TEs增加拷贝数会导致其不育[27]，并有调控具有双向命运细胞的潜能[28]。TEs插入基因组中不仅破坏基因的功能，而且对邻近基因的表达有极性影响[29]，对着丝粒稳定性同样具有重要的作用。由此可见，TEs转座破坏了宿主基因组的稳定，也搅动了宿主的基因表达调控网络，因此，TEs活性通常受到宿主多种表观遗传修饰机制的调控，例如，DNA甲基化、抑制性组蛋白修饰、小RNA途径和染色质途径。DNA甲基化是高等真核生物中广泛存在的保持TEs沉默的表观遗传修饰方式，包括从头甲基化、维持甲基化和脱甲基3个水平[30]。哺乳动物基因组中主要为CG二核苷酸序列环境的胞嘧啶甲基化，由DNA甲基转移酶1(DNA methyltransferase 1，DNMT1)和DNA甲基转移酶3(DNA methyltransferase 3，DNMT3)维持，植物中还具有CHG和CHH(H表示A、T或C)胞嘧啶环境的甲基化[31]，则是由与DNMT3相似的域重排甲基转移酶1(domains rearranged methyltransferase 1，DRM1)和域重排甲基转移酶2(domains rearranged methyltransferase 2，DRM2)催化[32]。本研究论述了TEs沉默与DNA甲基化的关系，重点总结了以DNA甲基化为主的转座子沉默机制最新研究进展，归纳了环境因素通过DNA去甲基化调控转座子跳跃的机理。 -
TEs沉默分为检测、扩增和抑制3个部分[33]，保持TEs沉默通常受DNA甲基化、抑制性组蛋白修饰、小RNA途径以及染色质途径的调控。(1)例如，在玉米基因组中，mCHH甲基化岛常常插入活跃基因与沉默转座子之间，去甲基化会导致沉默的转座子表达上调，RNA指导的DNA甲基化(RNA-directed DNA methylation，RdDM)能够维持转座子的沉默[34]，mCHH甲基化岛缺失会导致CG、CHG的丢失，同时上调TEs活性(图1A)。DNMT1在hNPCs (human neural progenitor cells)维持DNA甲基化，通过CRISPR-Cas9技术去除DNMT1后，导致CPG甲基化水平降低，激活LINE-1，进一步影响与精神疾病有关的基因[35]。(2)抑制性组蛋白修饰是另一个沉默TEs的途径。通常认为组蛋白H3的赖氨酸9和27的三甲基化H3K9me3 (histone H3 Lys9 trimethylation)、H3K27me3 (histone H3 Lys27 trimethylation)能够沉默TEs。MORC2蛋白和HUSH (human silencing hub)与在进化上较年轻的全长LINE-1结合，诱导组蛋白H3K9me3富集，从而沉默TEs(图1B)[36]。水稻的H3K4特异性脱甲基酶蛋白JMJ703介导H3K4脱甲基，当JMJ703活性受到影响时，增加H3K4me3积累，2个LINE元素被激活转座[37]。(3)小RNA途径同样是沉默TEs的有效途径。AT(alternative transposition)产生的CIs(composite insertions)的反向复制被转录生成dsRNA(double-stranded RNA)，等位基因P1-WW-ID1和P1-WW-ID4上富集21、22、24 nt (nucleotide) siRNA，然后siRNA介导玉米Ac/Ds转座子沉默(图1C)。这是首次提出TEs自主介导的沉默[38]。RNA与Piwi (P-element-induced wimpy testis)蛋白相互作用结合形成piRNAs，Hsp70伴侣蛋白是piRNAs生物合成的主要参与者，在果蝇Drosophila生物体中，Hsp70伴侣蛋白遭受热激胁迫导致piRNAs的合成被破坏，因此在转录后水平增加了TEs的表达[39]。(4)染色质途径对TEs的沉默同样也很重要。染色质重塑复合物(chromatin remodelers)包括CHD、SWI/SNF、INO80、SWR1等，它能利用ATP水解的能量移动或者重组核小体，从而沉默TEs(图1D)[40-41]。SWI/SNF家族中SWI3B协同HDA6 (histone deacetylase 6)增加H3K9me2水平，沉默TEs，同时，MET1和SUVH4/5/6也参与增加H3K9me2以及DNA甲基化维持TEs沉默[42]。
图 1 TEs沉默的途径
Figure 1. Mechanisms of TEs silence
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DNA甲基化在TEs沉默中的作用已被很多研究证实。毛竹Phyllostachys edulis的DNA甲基化水平经过甲基化抑制剂5-氮杂胞苷和γ射线的处理后显著降低，具有转座活性的MITEs家族转座子PhTst-3-79的转座频率相比野生型对照显著增加，并且DNA甲基化随甲基化抑制剂浓度和γ射线辐照剂量增加而下降，TEs的转座频率也随之增加[43]。ZHOU等[44]鉴定的毛竹基因组全长LTR反转录转座子PHRE2(Phyllostachys edulis retrotransposon 2)经过脱落酸(ABA)、水杨酸(SA)、γ射线处理后，甲基化水平显著降低，而拷贝数显著增加。
转录后基因沉默(post-transcriptional gene silencing，PTGS)以RDR6合成的双链RNA为起始，然后在由DCL2/4(dicer-like 2/4)介导产生21~22 nt (nucleotide) sRNA(图2A)，招募DRM1/2产生5-甲基胞嘧啶(5mC)[45]。其中，21 nt sRNA在转录后水平和24 nt sRNA在转录水平指导TEs沉默[46]。RdDM是开花植物维持TEs沉默的主要机制[47]。RdDM是由RNA聚合酶Ⅳ (RNA polymerase Ⅳ，Pol Ⅳ)介导RNA转录起始，依赖RNA的RNA聚合酶2 (RDR2)合成双链RNA，然后双链RNA在RDR2和DCL3(dicer-like 3)作用下，降解为24 nt sRNA，AGO4/6 (ARGONAUTE 4/6)蛋白与24 nt sRNA结合，最终由DRM1/2介导DNA甲基化(图2B)[31, 48-49]。最新的关于植物non-CG甲基化的研究中，在转座子失活的3个阶段基础上，提出了第4个阶段[45]。在番茄基因组中，第1阶段为转录后基因沉默，LTR反转座子在Pol II(RNA polymerase II)等参与下，生成21~22 nt sRNA(small RNA)(图2A)。第2阶段是RdDM的短暂参与，LTR拷贝数增加，RdDM导向LTR甲基化(图2B)。第3阶段不包含RdDM途径，而是由MET1和CMT3维持沉默(图2C)[50]。第4阶段中，沉默的LTR反转座子失去转座能力，不再受MET1和CMT3的靶向，再次开始转录，RdDM第2次增加LTR反转座子甲基化水平(图2D)。
甲基化酶对DNA甲基化的维持是非常重要的，间接调控TEs的活性。在水稻基因组中，染色体甲基化酶OsCMT3a维持CHG甲基化维持TEs沉默，转座子Tos17处理的OsCMT3a突变体甲基化水平降低，繁殖阶段时，8个TEs家族发生转座，其中包括1个LINE，1个MITE等[51]。关于水稻基因组甲基化水平下调而沉默TEs的研究中，在DNA甲基转移酶OsMET1-2纯合突变体中发现，CG甲基化损失激活包括低拷贝LTR反转座子copia-like在内的TEs[52](图3A)。在拟南芥Arabidopsis thaliana中，关于RdDM通路的研究已有很多，但很少有明显RdDM通路介导的发育表型变化。RdDM途径影响水稻TEs表达从而导致水稻表型发生变化。OsMIR156d和OsMIR156j是水稻中促进分蘖的基因，其启动子区域的MITEs被RdDM介导甲基化，抑制OsMIR156d和OsMIR156j基因的表达，从而调控水稻的分蘖[49](图3B)。这在表观遗传水平上对调控农艺性状的表达具有重要意义。另一个沉默TEs的关键通路涉及KRAB-ZFPs(krüppel-associated box-zinc-finger proteins)。在小鼠胚胎发生早期，KRAB-ZFPs特异识别TEs，KAP1(KRAB-associated protein 1)作为辅助因子，在组蛋白甲基转移酶SETDB1(SET domain bifurcated 1)、HP1(heterochromatin protein 1)以及组蛋白去乙酰化酶复合物NuRD(nucleosome remodeling deacetylase)等作用下形成压制性染色质结构，维持H3K9me3，抑制内源性逆转录病毒(endogenous retrovirus，ERVs)，胚胎干细胞(embryonic stem cells，ESCs)KAP1缺失将导致ERVs的上调，并且，DNMT1、DNMT3A/B也参与沉默ERVs，但是敲除DNMT1、DNMT3a/b后，KRAB-ZFPs仍然维持绝大多数ERVs的沉默[53-55](图3C)。小RNA途径可以作为TEs激活后的快速防御，而抑制性组蛋白修饰作为接下来的缓慢防御。小鼠ESCs中，DNMT1缺失导致CPG甲基化水平从85%降到20%，DNA去甲基化诱导TEs激活，这是因为低甲基化时的反义TEs转录，核酸内切酶Dicer切割dsRNA，接下来AGO2(ARGONAUTE2)与小RNA结合，基于endosiRNA(endogenous short interfering RNAs)的抑制机制沉默甲基化丧失激活的TEs[56](图3D)。
图 3 DNA甲基化与转座子作用机制
Figure 3. DNA methylation and transposon mechanism
无论Ⅰ类或Ⅱ类TEs的活性，都与DNA甲基化水平密切相关。En/Spm DNA家族转座子也称CACTA转座子[57]。在红肉萝卜Raphanus sativus中，CACTA转座子高度甲基化导致其拷贝数下降，同时甲基化扩散至花青素合成基因RsMYB1启动子区域，导致基因RsMYB1表达下调，影响花青素的积累[58]。有研究通过分析癌症数据库，发现400多个TEs表达上调，其中包括HERVs (human endogenous retroviral)、LINE、SINE等，接近2/3的TEs表达上调似乎是由于邻近区域DNA甲基化的损失导致的[59]。敲除番茄基因组中对CHG甲基化起关键作用的KYP和CMT3基因后，LTR反转座子富集在上调基因的启动子区域[45]。DNA糖基化酶介导的主动去甲基化同样可以激活水稻反转座子[60]。反转录转座子MRL (multiretrotransposon-like)插入大麦Hordeum vulgare基因组启动子区域，可以极大增强HvAACT1基因的表达，从而增强大麦抵抗铝毒害的能力。但是MRL的插入通常伴随着高甲基化，因此只有MRL转座子去甲基化才能增强大麦耐铝性[61]。水稻中，LTR反转座子的插入导致有害的异位重组，高度甲基化抑制LTR反转座子的活性，从而抑制这种有害作用[62]。在小鼠中，胞嘧啶甲基化在缺乏DNMT1的胚胎中下调，导致内源性逆转录病毒ERVs(endogenous retrovirus)上调，这是首次证明DNA甲基化在小鼠中沉默TEs的研究[63]。丝状真菌Neurospora crassa中的Ⅰ类TEs在胞嘧啶甲基化信号诱导下发生甲基化，下调了TEs的表达[64]。在斑马鱼Danio rerio基因组中，DNA低甲基化上调RNA转座子表达[65]。
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DNA甲基化是当TEs对宿主产生有害影响时的防御机制，但在拟南芥中，进化出转座子Hi (Hiun)编码的抗沉默蛋白VANC，上调被DNA甲基化沉默的TEs表达。这种抗沉默蛋白VANC不仅可以诱导低甲基化，增加TEs的拷贝数，而且能够把对宿主的不利影响降到最小[66-67](图4A)。与抗沉默蛋白VANC一样诱导低甲基化的还有玉米转座子编码蛋白TnpA，TnpA介导玉米转座子Spm DNA脱甲基化，这是由TnpA结合到Spm上，在脱甲基底物和脱甲基酶的参与下进行的DNA去甲基化[68](图4B)。在拟南芥中，Harbinger转座子编码的2个蛋白HDP1(H arbinger-derived protein 1)和HDP2(H arbinger-derived protein 2)的正常表达可以维持低甲基化和内源TEs的沉默，HDP1、HDP2、IDM1(increased DNA methylation 1)、IDM2等作为IDM(increased DNA methylation)组蛋白乙酰转移酶复合物的组成成分，任一结合因子的突变都会升高甲基化水平和影响TEs的表达。HDP1、HDP2突变后下调了AT1TE46455、AT1TE36115和AT1TE35325的表达[69-70](图4C)。
图 4 转座子抵抗DNA甲基化介导的沉默
Figure 4. Transposons resist DNA methylation-mediated silencing
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生物或非生物胁迫会导致DNA甲基化发生改变，例如，强烈的锌缺乏会导致拟南芥全基因组的DNA甲基化水平发生变化[71]。在CG对称环境中，缺磷对甲基化水平影响较小，但缺氮会导致玉米根甲基化水平降低[72]。水稻在遭受盐胁迫时，盐敏感的IR29缺乏改变DNA甲基化水平的能力，而耐盐水稻能降低甲基化水平[73]。双生病毒干扰植物DNA甲基转移酶MET1和CMT3，导致DNA去甲基化[74]。连作胁迫导致大豆Glycine max基因组DNA去甲基化酶ROS1和DML增加表达，从而降低基因组DNA甲基化水平[75]。
环境胁迫会降低DNA甲基化水平，可能诱导TEs激活。用鞭毛蛋白衍生肽flg22(flagellin peptide 22)处理拟南芥叶片，会触发DNA去甲基化，导致某些TEs转录增加[76]。在棉花Gossypium hirsutum基因组中，高温胁迫导致DNA甲基化水平降低，甲基化程度较高的TEs被激活增加拷贝数[77]。在拟南芥的精子伴细胞(vegetative cell，VC)中，H1组蛋白缺失会使转录起始位点发生去甲基化，从而激活TEs[78]。用去甲基化剂5-azaC处理水稻种子后，激活Dart1-24 DNA转座子，同时验证了转座子拷贝数增加是5′区域的核苷酸去甲基化导致的[79]。在磷酸盐缺乏的环境中，水稻基因组DNA甲基化水平优先在TEs中瞬时变化，在抑制TEs方面发挥潜在的作用。磷酸盐不足的压力环境诱导高甲基化，从而沉默TEs[80]。
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通常，TEs对宿主不利影响是由于TEs的插入破坏启动子区域或基因区域，导致基因组重排，以及引起的缺失、重复、倒位等基因组结构变异[81-82]。调控TEs表达对维持基因组稳定性具有重要意义，DNA修饰是物种进化过程中普遍采用的调控TEs表达的方式。现阶段，基因组学和表观基因组学的快速发展推动了DNA修饰的研究，其中，DNA甲基化是最主要的调控机制之一。然而，DNA修饰的这种作用具有不稳定性，包括在亲缘关系很近的物种中也存在变异[31]。并且，DNA甲基化水平变化涉及特定酶的参与，影响甲基化酶发挥作用的因素也在间接影响TEs表达。因此，与DNA甲基化相关的酶和基因的作用被进一步发现，可以明确DNA甲基化调控TEs表达的机制。生物或非生物胁迫导致的甲基化水平降低以及主动去甲基化上调TEs，TEs抵抗由DNA甲基化介导的沉默，编码了例如VANC、TnpA等抗沉默蛋白，促进DNA脱甲基从而增加TEs拷贝数[67-68]。宿主在遗传进化过程中更好适应环境的前提就是基因组的稳定，TEs的表达则是破坏基因组稳定的重要因素，环境因子诱导DNA甲基化水平发生变化，进一步影响TEs的表达。DNA甲基化和TEs响应环境因子的互作机制，以及最终调控宿主基因表达的机制是未来研究的方向。
On transposon silencing and DNA methylation
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摘要: 转座子(transposable elements，TEs)在生物体基因组可以通过转座或逆转座移动，它拷贝数的大规模增加是基因组不稳定的重要因素，因此，维持TEs沉默是宿主进化的方向。DNA甲基化被认为是沉默TEs的可遗传表观遗传修饰方式，同时也在维持基因组稳定、基因印迹、调节基因表达中发挥作用。本研究综述了TEs对生物基因组进化和基因表达的影响，重点总结了以DNA甲基化为主的转座子沉默机制的最新研究进展，归纳了环境因素通过DNA去甲基化调控转座子跳跃的机理。图4参82Abstract: Transposable elements (TEs) can be moved by means of transposition or reverse transposition in the genome of an organism, whose copy number in large numbers is an important factor for genome instability. Therefore, it is the direction of host evolution to maintain TEs silence. DNA methylation, generally considered to be a heritable epigenetic modification method for silencing TEs, plays a role in the maintainance of genome stability, genetic imprinting and the regulation of gene expression. This study is aimed at an overview of the impact of TEs on the evolution of biological genome and gene expression, a summary of the latest research progress of transposon silencing mechanism dominated by DNA methylation, and an investigation of the mechanism of environmental factors that regulate transposon jumping via DNA demethylation. [Ch, 4 fig. 82 ref.]
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Key words:
- botany /
- transposon /
- transposon silence /
- DNA methylation /
- stress
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木材是一种多孔性、层次状、各向异性的非均质天然高分子复合材料，主要由纤维素、半纤维素和木质素3种高分子聚合物组成。木材的实体物质为其细胞壁，细胞壁中的纤维素通过分子链聚集成排列有序的微纤丝束，构成了细胞壁的基本骨架[1]。揭示木材细胞壁特别是其骨架的超微构造的形成及变化规律，对木材细胞壁的改性处理以及后续的遗传改良等具有重要的科学意义。木材细胞壁在超微水平上主要以纤维素微纤丝及结晶区的形式体现，木材科学中常用微纤丝角表征细胞次生壁S2层中微纤丝排列方向与细胞主轴方向的夹角，用结晶度和微晶形态表征结晶区和其基本组成结构的大小[1]。木材细胞壁超微构造即微纤丝和结晶区的研究是木材科学领域的研究热点之一[2]。近年来关于细胞壁超微构造形成的研究较多，如葡萄糖形成纤维素单链，继而形成微晶、微纤丝和结晶区等过程[3]；射线技术、尖端显微镜以及光谱类仪器在木材超微结构表征中的应用[4]，进一步揭示了微纤丝和结晶区的结构特征。研究发现微纤丝角和结晶度沿轴向和径向的变化规律不尽相同，对细胞形态的影响也不同[5-6]，但对细胞壁微晶形态及变化特点方面的研究还不够深入；细胞壁超微构造会影响木材密度、干缩性和强度等物理力学性能[7-8]，而探究微纤丝角、结晶度和微晶形态的形成及变化规律，是了解木材的基础性质的重要途径之一。以往对木材细胞壁超微构造的研究多集中于某一超微构造或某种表征方法方面，对不同种类木材及同种木材不同生长部位细胞壁纤维素微纤丝及结晶区的形成和变化及其表征方法未见系统报导。笔者详述了木材细胞壁微纤丝和结晶区的形成、表征方法、变化规律及其对细胞形态的影响，以期为今后木材的超微构造的深入研究和为基于细胞壁微纤丝和微晶结构特征来预测木材基础性质、早期良种选育以及材料的高效利用等方面提供详细的科学资料。
1. 细胞壁超微构造的形成过程
微晶、微纤丝和结晶区均属于木材细胞壁的超微构造，是纤维素的结构组成部分。纤维素是植物细胞壁的主要组成成分，也是自然界中分布最广、含量最多的一种多糖，对高等植物细胞壁中天然纤维素结构和形成过程的研究发现，细胞壁超微构造的形成过程并非孤立，而是按照“微晶—微纤丝—结晶区”的顺序形成的。
1.1 细胞壁微晶结构
天然状态下，纤维素合成酶合成线性葡聚糖链的聚合度十分庞大(≥104)，即上万葡萄糖残基通过β-1, 4-糖苷键相连形成无分支结构的纤维素单链(图 1A)[2-3]。由于含有大量羟基，新合成的相邻纤维素分子链间可产生大量分子间氢键，形成有序自组织聚集体；特别是相邻糖链间形成的氢键，可使纤维素分子形成稳定的片层结构(图 1B)[9]；这些片层结构在范德华力和疏水力等次级键作用下自发有序地紧密堆积(图 1C)[10]，即为天然结晶纤维素，其中有序结晶的程度可通过X射线粉末衍射法测定的结晶度来表征[11]。由图 1C可知：纤维素基元纤丝中的36根糖链聚集形成8个糖链片层，片层经氢键网络和范德华力作用堆积为空间结构呈现相对规则的六面体；理论模型横切面长约5.30 nm，宽3.20 nm，即常说的纤维素微晶[10]。
图 1 微晶、微纤丝及结晶区的形成Figure 1. The form diagram of microcrystalline, microfibril and crystalline areaA.纤维素单链；B.纤维素单链形成的片层结构；C.纤维素基元纤丝模型：D.纤维素微纤丝1.2 细胞壁微纤丝和结晶区
植物细胞壁微纤丝是在纤维素微晶的基础上形成的。受环境等因素影响，在合成过程中纤维素微晶结构沿着不同晶面聚集生长或沿着某一轴向扭转，形成大小不同、形状各异的微纤丝结构(图 1D)[12]。电子显微镜观测可知，微纤丝中晶胞数目不同，晶面聚集方向不一致[13]，微纤丝间不能进一步紧密聚集，因而可认为微纤丝是细胞壁中的基本结构单元(图 1D)。定向排列的微纤丝几何结构发生螺旋状扭曲，造成微纤丝宽度改变的同时，也形成了纤维素结晶和非晶2种晶态[11]，即为纤维素的结晶区和非结晶区。
2. 细胞壁超微构造的表征方法
2.1 微纤丝角表征方法
微纤丝角的表征方法随着仪器制造及分析水平的不断发展而发展。直接观测法是最原始的表征方法，适用于细胞壁局部区域微纤丝取向的精细表征，包括直接观测微纤丝倾角的偏振光显微镜法、碘结晶法、激光共聚焦显微镜法、纹孔法、原子力显微镜法以及电子显微镜法等。偏振光显微镜法是最早应用的直接观测法[14]，垂直入射的完全偏振光通过试样后出现消光，此消光角即为木材微纤丝角[15]。原子力显微镜法则是通过表征细胞壁中微纤丝聚集体的排列来测定其倾角[16]。
间接法是基于木材光谱特征通过数学计算得到微纤丝角的X射线衍射法、近红外光谱预测法和拉曼光谱法线法等，适用于大量试样的平均微纤丝角的研究[4]。目前比较常用的是X射线衍射法[13-14]。X射线衍射法的微纤丝角计算方法中，Turley法是常用的一种方法，它是通过晶面衍射强度曲线最低2点画切线去除背景的方法计算微纤丝角[17-18]。共聚焦拉曼显微技术和偏振拉曼显微技术则是通过分析与纤维素取向密切相关的拉曼光谱峰来获得细胞壁的纤维素取向[19-20]。
应用直接观测法还是间接观测法应当依据测试要求和内容而定。
2.2 结晶度和微晶形态表征方法
随着尖端显微镜、射线类以及光谱类仪器不断地应用于木质纤维材料结构与性能表征中，木质纤维材料细胞壁纤维素结晶度、微晶形态等精细构造特征也不断地被揭示。检测方法主要分为原位检测和非原位检测两大类。
原位检测技术不改变样品纤维素原本的位置和形态，常用表征方法如原子力显微镜技术和X射线法。原子力显微镜技术通过监测探针与试样表面的作用力来表征纤维素结晶区等大分子结构特征[21]。X射线法作原位检测时通常以1.0~1.5 mm厚的薄木片为样品，偶有4.0 mm厚的样品[18, 22]，作非原位检测以80~100目的木粉压制成的薄片为样品[5, 7]，根据衍射最强点的强度和位置，测出纤维素纤维晶体分子链中的晶区大小和结晶度等，能直接获得较为准确的结晶度值。其他非原位检测技术如核磁共振法，以木材硫酸盐浆为实验材料，通过区分纤维素无定形区和结晶区的信号得到结晶度值，其值与X衍射方法得到的结晶度值一致[23]。拉曼光谱法通过拉曼特征峰的相对强度来表征结晶度的大小[24]，但因目前无法完全去除半纤维素、木质素等对结晶相关特征峰的干扰，该方法还没有直接应用到木质纤维材料细胞壁微晶形态表征中。
3. 木材细胞壁超微构造的变化规律
3.1 微纤丝角的变化规律
树木木质部细胞次生壁在形成过程中，每一薄层的微纤丝沉积方向和排列密度都在不断发生变化，因此木材不同位置的微纤丝角不同[25]。微纤丝角决定材料微观和宏观的各项性能，直接关系到木材加工利用，被认为是影响木质纤维材料性质的重要指标。关于微纤丝角的株内变异规律目前有较多研究。
3.1.1 径向变化规律
研究认为，径向方向上同一年轮中早材的微纤丝角大于晚材；从髓心(幼龄材)到树皮(成熟材)平均微纤丝角逐渐减小，到一定年龄后趋于稳定。以长白落叶松Larix olgensis为例，从髓心到树皮微纤丝角在生长的前5 a急剧下降，第5年到第25年呈微小的波动变化，与银杏Ginkgo biloba，黑杨Populus nigra，垂枝桦Betula pendula等的微纤丝角变化规律一致[8, 25]。研究发现：云杉Picea aspoerata，垂枝桦和辐射松Pinus radiata等幼龄材的平均微纤丝角约为30°，幼龄材至成熟材变异幅度一般在10°左右，之后基本稳定[26-28]。目前认为：微纤丝角在径向产生这种变异的原因有2种。一种认为树木生长过程中，幼龄期细胞的直径增长快于长度生长，微纤丝轴向伸长受抑制，微纤丝角较大；进入成熟期后细胞长度生长快于直径生长，微纤丝在轴向得以延伸，微纤丝角较小[29]。另一种认为原生质流动方向及原生质体分生的纤维素含量越丰富，微纤丝的排列方向越接近细胞轴的方向；随树龄的增长，光合产物积累越多，分生细胞细胞壁的纤维素含量增多，微纤丝角越小[6]。
3.1.2 轴向变化规律
木材轴向方向微纤丝角的变化规律表现为基部最大，从基部向上先减小后增加的变化趋势，但不同材种变化规律不尽相同。如刺楸Kalopanax septemlobus，油松Pinus tabulaeformis，毛白杨Populus tomentosa中最小的微纤丝角分别出现在1.3 m，3.3 m，5.3 m处；辐射松树高7.0 m以上、毛白杨高9.0 m以上时，微纤丝角趋于稳定，但在梢部的心材中微纤丝角有所增加[6, 30-31]。总体来说，微纤丝角轴向变异模式属于“大—小—大”的形式。目前关于微纤丝角产生轴向变异的原因尚缺乏明确的解释。
3.2 结晶度的变化规律
纤维素的结晶区由纤维素大分子链有序排列形成，结晶区占纤维素整体的百分数即结晶度，可表征木材纤维素聚集态形成结晶的程度。木材纤维素结晶度在不同树种及同一树种不同部位均具有差异性。一般认为：针叶材的纤维素结晶度大于阔叶材。由表 1可知：多数针叶材的平均结晶度大于40%，而阔叶材一般为30%~40%[1, 7, 22, 32-40]；但也有例外，如杨树Populus，泡桐Paulownia等低密度阔叶材的纤维素结晶度高于翠柏Calocedrus macrolepis，樟子松Pinus sylvestris var. mongolica等针叶材[7, 32-34]。结晶度的变化也与不同树种细胞生长发育阶段有关。通常认为随木质部细胞的不断发育，纤维素的结晶度会不断增加，且呈正相关。在径向方向的结晶度研究表明，随生长轮龄的增加，结晶度逐渐增大，至成熟后趋于稳定；并且在同一年轮内晚材的结晶度一般比早材的大[5, 36, 41]。目前，对沿树轴方向结晶度变化规律的研究不多，表现为自基部向上逐渐增加，到稍部有所减小[36]。
表 1 不同树种木材的结晶度Table 1. Crystallinity of the woods in the different tree species针叶材 结晶度/% 参考文献 阔叶材 结晶度/% 参考文献 湿地松Pinus elliottii 55 [36] 美国红橡Quercus spp. 36 [22] 马尾松Pinus massoniana 54 [1] 美国樱桃木Prunus serotina 32 [22] 挪威云杉Picea jezoensis > 40 [35] 美国黑胡桃Juglans nigra 38 [22] 杉木Cunninghamia lanceolata 47 [38] 胡桃Juglans regia 39 [37] 樟子松Pinus sylvestris > 40 [32] 小叶杨Populus simonii 35 [39] 臭冷杉Abies nephrolepis > 40 [39] 水曲柳Fraxinus mandshurica < 40 [39] 鱼鱗云杉Picea jezoensis > 40 [39] 白禅Betula platyphylla < 40 [40] 翠柏Calocedrus macrolepis 40 [33] 胡桃楸Juglans mandshurica 35 [39] 落叶松Larix gmelinii 54 [1] 春榆Ulmus davidiana 35 [39] 红松Pinus koraiensis 30-36 [39] 杨树Populus spp. 55 [7] 泡桐Paulownia fortunei 46 [34] 3.3 微晶形态的变化规律
天然纤维素中微小尺度的晶粒统称为微晶，常用微晶尺寸表征微晶的形态[42-43]。不同种类木材纤维素微晶的大小和形状并不均一，一般纤维素微晶宽3.00~5.00 nm，厚2.00~5.00 nm，长十至数百纳米，具体形态因树种而异[42]。对5种针叶材树种微晶尺寸的研究发现(表 2)，这些针叶材树种的微晶宽度接近，为3.00~3.20 nm，但晶体长度则变化较大，为10.00~40.00 nm[43-46]；对银杏幼龄材研究发现，微晶的宽度、长度和树龄相关性不大[43]。目前，关于木材微晶形态在成熟材和幼龄材中变化规律的研究较少。石江涛等[39]发现白桦Betula platyphlla和水曲柳Fraxinus mandschurica等木材早期组织中纤维素的晶型、晶胞或微晶大小与成熟材不同，但具体差别有待于进一步研究。
表 2 5种针叶材的微晶尺寸Table 2. Crystal size of the woods in five tree species4. 细胞壁超微构造与细胞形态的相关关系
4.1 微纤丝角与细胞形态的相关关系
微纤丝的排列方向与针叶材管胞的长度和阔叶材纤维的长度相关，微纤丝角是纤维素分子链取向的特征指标，与两者呈不同程度负相关。沿径向方向，生长的前9 a红松Pinus koraiensis的晚材管胞长度自髓心向外急剧增加，而微纤丝角逐渐减小，两者呈显著负相关(-0.965)；此后长度增加减缓，微纤丝角也缓慢减小[47]。同一生长轮内两者也呈负相关关系，红松的微纤丝角与管胞长度的相关系数约为-0.70，湿地松Pinus elliottii，油松和翠柏在同一生长轮内管胞长度与微纤丝角的相关系数均为-0.90[34, 47]，显示出0.01水平的显著负相关。由此可见，管胞长度与微纤丝角呈显著负相关，一定条件下可以通过管胞长度推测纤丝角度。
阔叶材中微纤丝角与木纤维长度之间也呈负相关，但相关程度要比针叶材低。如尾巨桉Eucalyptus urophylla × E. grandis细胞壁S2层微纤丝角与纤维长度的相关系数为-0.44[48]，欧美杨Populus×euramericana中两者的相关度为-0.39[49]。这可能是因为管胞、纤维长度的变异模式不同；也可能是因为针叶材结构单一，95%以上均是管胞，而阔叶树材中木纤维只占50%左右，组成比较复杂。
4.2 结晶度与细胞形态的相关关系
纤维素结晶度是衡量木质纤维材料细胞壁结晶程度的一个重要指标，与木质纤维材料的生长特性、组织结构等有密切关系。一般来说，结晶度与管胞、纤维长度呈显著正相关。研究发现，翠柏的结晶度与早晚材管胞的长度和宽度相关系数在0.90以上[5]；浙江桂Cinnamomum chekiange的结晶度与纤维长度和宽度的相关系数在0.95以上[41]。由此认为，利用木材结晶度可以很好地预测木材细胞形态。
总的来说，目前研究多集中在揭示纤维素微晶形态方面，未深入到对其性能影响方面，因此未来需要加强微晶形态对木质纤维材料基础性能的影响研究。
5. 结论与展望
对木材细胞壁微纤丝和结晶区的形成过程、微纤丝角和结晶度表征方法及其变化特点进行综述发现，葡萄糖残基最初形成纤维素单链，继而在分子间氢键作用下形成稳定的片层结构，然后通过有序堆积方式形成纤维素微晶；微晶在不同晶面聚集成长，形成相互之间不能再紧密聚集的微纤丝结构，并通过微纤丝的扭曲构象形成纤维的结晶态和非结晶态。微纤丝角和结晶度均可以通过尖端显微镜、射线类以及光谱类仪器设备表征，常用X射线法，此外也用拉曼光谱法等进行表征。结果发现：木材细胞壁微纤丝角和结晶度变化特点在一定程度上表现出相反的变化规律，即径向方向从髓心到树皮微纤丝角逐渐减小，结晶度逐渐增大，最终均趋于稳定；轴向方向从基部向上微纤丝角先减小后增加，结晶度逐渐增加，到梢部有所减小。细胞壁微纤丝的排列和结晶区的大小与其细胞形态相关，微纤丝角越小，管胞和纤维细胞越长，两者呈负相关关系；结晶度越高，细胞越长，两者呈正相关关系。
目前，针对细胞壁微纤丝的形成、倾角变化规律和表征方法等已有较为充分的研究，但关于微纤丝角取向形成机制和细胞壁各层厚度分化形成机理还没有明确的解释；对纤维素微晶形态的研究已兴起，但对从幼龄材到成熟材生长过程中晶型、晶胞及晶体尺寸等微晶形态的具体变化模式还未深入探究。因此，今后工作可以围绕以下几点展开：一是从分子层面探究微纤丝取向形成机理；二是加强对木材细胞壁各层厚度累积过程的研究；三是阐明晶型、晶胞及晶体尺寸等微晶形态在木材生长过程中的变化特点。
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图 3 DNA甲基化与转座子作用机制
A. 水稻OsCMT3a发生突变，DNA甲基化的丧失导致Tos17、Tos19、mPing、Dasheng、Osr4、Osr13、DaiZ、LINE1-6_OS上调；OsMET1-2突变，DNA甲基化的丧失导致Tos17、Osr7、Ping/Pong、mPing上调[51－52]。B. RdDM途径沉默转座子MITEs、OsMIR156d和OsMIR156j基因失去活性，调控水稻表型变化[49]。C. KRAB-ZFPs通路涉及SETDB1、HP1元件，形成压制性染色质结构沉默TEs，TEs也能被DNMT1、DNMT3A/B维持的CG甲基化沉默，丧失CG甲基化后只有少部分TEs上调[53]。D. 去甲基化上调TEs，核酸内切酶Dicer切割dsRNA产生的小RNA与AGO2蛋白结合沉默TEs[56]
Figure 3 DNA methylation and transposon mechanism
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[1] MITA P, BOEKE J D. How retrotransposons shape genome regulation [J]. Curr Opin Genet Dev, 2016, 37: 90 − 100. [2] FINNEGAN D J. Eukaryotic transposable elements and genome evolution [J]. Trends Genet, 1989, 5(4): 103 − 107. [3] WICKER T, SABOT F, HUA-VAN A, et al. A unified classification system for eukaryotic transposable elements [J]. Nat Rev Genet, 2007, 8(12): 973 − 982. [4] SCHULMAN A H. Retrotransposon replication in plants [J]. Curr Opin Virol, 2013, 3(6): 604 − 614. [5] OROZCO-ARIAS S, ISAZA G, GUYOT R. Retrotransposons in plant genomes: structure, identification, and classification through bioinformatics and machine learning [J]. Int J Mol Sci, 2019, 20(15): 3837. doi: 10.3390/ijms20153837. [6] GONZALEZ J, PETROV D A. Evolution of genome content: population dynamics of transposable elements in flies and humans[C]//ANISIMOVA M. Evolutionary Genomics. Methods in Molecular Biology (Methods and Protocols), vol 855. Totowa: Humana Press, 2012: 361 − 383. [7] de KONING A P J, GU Wanjun, CASTOE T A, et al. Repetitive elements may comprise over two-thirds of the human genome[J]. PLoS Genet, 2011, 7(12): e1002384. doi: 10.1371/journal.pgen.1002384. [8] SAVAGE A L, SCHUMANN G G, BREEN G, et al. Retrotransposons in the development and progression of amyotrophic lateral sclerosis [J]. J Neurol Neurosurg Psychiatry, 2019, 90(3): 284 − 293. [9] LANDER E S, LINTON L M, BIRREN B, et al. Initial sequencing and analysis of the human genome [J]. Nature, 2001, 409(6822): 860 − 921. [10] YANG Fang, WANG P J. Multiple LINEs of retrotransposon silencing mechanisms in the mammalian germline [J]. Semin Cell Dev Biol, 2016, 59: 118 − 125. [11] CHOULET F, WICKER T, RUSTENHOLZ C, et al. Megabase level sequencing reveals contrasted organization and evolution patterns of the wheat gene and transposable element spaces [J]. Plant Cell, 2010, 22(6): 1686 − 1701. [12] SONG Xianwei, CAO Xiaofeng. Transposon-mediated epigenetic regulation contributes to phenotypic diversity and environmental adaptation in rice [J]. Curr Opin Plant Biol, 2017, 36: 111 − 118. [13] SASAKI T. The map-based sequence of the rice genome [J]. Nature, 2005, 436(7052): 793 − 800. [14] JIAO Yinping, PELUSO P, SHI Jinghua, et al. Improved maize reference genome with single-molecule technologies [J]. Nature, 2017, 546(7659): 524 − 527. [15] SCHNABLE P S, WARE D, FULTON R S, et al. The B73 maize genome: complexity, diversity, and dynamics [J]. Science, 2009, 326(5956): 1112 − 1115. [16] ENNOS R A, CLEGG M T. Flower color variation in the morning glory, Ipomoea purpurea [J]. J Hered, 1983, 74(4): 247 − 250. [17] BUTELLI E, LICCIARDELLO C, ZHANG Yang, et al. Retrotransposons control fruit-specific, cold-dependent accumulation of anthocyanins in blood oranges [J]. Plant Cell, 2012, 24(3): 1242 − 1255. [18] LISCH D. How important are transposons for plant evolution? [J]. Nat Rev Genet, 2013, 14(1): 49 − 61. [19] BENOIT M, DROST H G, CATONI M, et al. Environmental and epigenetic regulation of Rider retrotransposons in tomato[J]. PLoS Genet, 2019, 15(9): e1008370. doi: 10.1371/journal.pgen.1008370. [20] SANCHEZ D H, GAUBERT H, YANG Weibing. Evidence of developmental escape from transcriptional gene silencing in MESSI retrotransposons [J]. New Phytol, 2019, 223(2): 950 − 964. [21] KUBOTA S, ISHIKAWA T, KAWATA K, et al. Retrotransposons manipulating mammalian skeletal development in chondrocytes[J]. Int J Mol Sci, 2020, 21(5): 1564. doi: 10.3390/ijms21051564. [22] BUNDO M, TOYOSHIMA M, OKADA Y, et al. Increased l1 retrotransposition in the neuronal genome in schizophrenia [J]. Neuron, 2014, 81(2): 306 − 313. [23] 陈文充, 贾宁, 董昂, 等. 山核桃甲基化敏感扩增多态体系的建立与甲基化初步分析[J]. 浙江农林大学学报, 2019, 36(3): 468 − 478. CHEN Wenchong, JIA Ning, DONG Ang, et al. A protocol for methylation-sensitive amplified polymorphism markers and its application to a methylation analysis in Carya cathayensis [J]. J Zhejiang A&F Univ, 2019, 36(3): 468 − 478. [24] HANCKS D C, KAZAZIAN H H. Roles for retrotransposon insertions in human disease[J]. Mob DNA, 2016, 7: 9. doi: 10.1186/s13100-016-0065-9. [25] SCOTT E C, GARDNER E J, MASOOD A, et al. A hot L1 retrotransposon evades somatic repression and initiates human colorectal cancer [J]. Genome Res, 2016, 26(6): 745 − 755. [26] MAO Hude, WANG Hongwei, LIU Shengxue, et al. A transposable element in a NAC gene is associated with drought tolerance in maize seedlings [J]. Nat Commun, 2015, 6(1): 1 − 13. [27] MOLARO A, MALIK H S. Hide and seek: how chromatin-based pathways silence retroelements in the mammalian germline [J]. Curr Opin Genet Dev, 2016, 37: 51 − 58. [28] CHOI Y J, LIN C P, RISSO D, et al. Deficiency of microRNA miR-34a expands cell fate potential in pluripotent stem cells [J]. Science, 2017, 355(6325): eaag1927. doi: 10.1126/science.aag1927. [29] HUTCHISON C A, MERRYMAN C, SUN Lijie, et al. Polar effects of transposon insertion into a minimal bacterial genome [J]. J Bacteriol, 2019, 201(19): e00185-19. doi: 10.1128/JB.00185-19. [30] FURNER I J, MATZKE M. Methylation and demethylation of the Arabidopsis genome [J]. Curr Opin Plant Biol, 2011, 14(2): 137 − 141. [31] DENIZ Ö, FROST J M, BRANCO M R. Author correction: regulation of transposable elements by DNA modifications [J]. Nat Rev Genet, 2019, 20(7): 432 − 432. [32] CHAN S W L, HENDERSON I R, JACOBSEN S E. Gardening the genome: DNA methylation in Arabidopsis thaliana [J]. Nat Rev Genet, 2005, 6(5): 351 − 360. [33] GIRARD A, HANNON G J. Conserved themes in small-RNA-mediated transposon control [J]. Trends Cell Biol, 2008, 18(3): 136 − 148. [34] LI Qing, GENT J I, ZYNDA G, et al. RNA-directed DNA methylation enforces boundaries between heterochromatin and euchromatin in the maize genome [J]. Proc Natl Acad Sci, 2015, 112(47): 14728 − 14733. [35] JÖNSSON M E, BRATTÅS P L, GUSTAFSSON C, et al. Activation of neuronal genes via LINE-1 elements upon global DNA demethylation in human neural progenitors [J]. Nat Commun, 2019, 10: 3182. doi: 10.1038/s41467-019-11150-8. [36] LIU Nian, LEE C H, SWIGUT T, et al. Selective silencing of euchromatic L1s revealed by genome-wide screens for L1 regulators [J]. Nature, 2018, 553(7687): 228 − 232. [37] CUI Xiekui, JIN Ping, CUI Xia, et al. Control of transposon activity by a histone H3K4 demethylase in rice [J]. Proc Natl Acad Sci, 2013, 110(5): 1953 − 1958. [38] WANG Dafang, ZHANG Jianbo, ZUO Tao, et al. Small RNA-mediated De Novo silencing of Ac/Ds transposons is initiated by alternative transposition in maize [J]. Genetics, 2020, 215(2): 393 − 406. [39] CAPPUCCI U, NORO F, CASALE A M, et al. The Hsp70 chaperone is a major player in stress-induced transposable element activation [J]. Proc Natl Acad Sci, 2019, 116(36): 17943 − 17950. [40] BARTHOLOMEW B. Regulating the chromatin landscape: structural and mechanistic perspectives [J]. Annu Rev Biochem, 2014, 83: 671 − 696. [41] HORVÁTH V, MERENCIANO M, GONZÁLEZ J. Revisiting the relationship between transposable elements and the eukaryotic stress response [J]. Trends Genet, 2017, 33(11): 832 − 841. [42] JIE Yang, YUAN Lianyu, YEN M R, et al. SWI3B and HDA6 interact and are required for transposon silencing in Arabidopsis [J]. Plant J, 2019, 102(4): 809 − 822. [43] 陈昂. 毛竹微型反向重复转座子(MITEs)鉴定及对宿主基因表达的影响[D]. 杭州: 浙江农林大学, 2016. CHEN Ang. Identification of Miniature Inverted Repeat Transposable Elements (MITEs) from Phyllostachys edulis and Their Effects on Host Gene Expression[D]. Hangzhou: Zhejiang A&F University, 2016. [44] ZHOU Mingbing, LIANG Linlin, HÄNNINEN H. A transposition-active Phyllostachys edulis long terminal repeat (LTR) retrotransposon [J]. J Plant Res, 2018, 131(2): 203 − 210. [45] WANG Zhengming, BAULCOMBE D C. Transposon age and non-CG methylation [J]. Nat Commun, 2020, 11: 1221. doi: 10.1038/s41467-020-14995-6. [46] ZHANG Huiming, LANG Zhaobo, ZHU Jiankang. Dynamics and function of DNA methylation in plants [J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2018, 19(8): 489 − 506. [47] KIM M Y, ZILBERMAN D. DNA methylation as a system of plant genomic immunity [J]. Trends Plant Sci, 2014, 19(5): 320 − 326. [48] CZECH B, HANNON G J. One loop to rule them all: the ping-pong cycle and piRNA-guided silencing [J]. Trends Biochem Sci, 2016, 41(4): 324 − 337. [49] XU Le, YUAN Kun, YUAN Meng, et al. Regulation of rice tillering by RNA-Directed DNA methylation at miniature inverted-repeat transposable elements [J]. Mol Plant, 2020, 13(6): 851 − 863. [50] MIROUZE M, REINDERS J, BUCHER E, et al. Selective epigenetic control of retrotransposition in Arabidopsis [J]. Nature, 2009, 461(7262): 427 − 430. [51] CHENG Chaoyang, TARUTANI Y, MIYAO A, et al. Loss of function mutations in the rice chromomethylase Os CMT 3a cause a burst of transposition [J]. Plant J, 2015, 83(6): 1069 − 1081. [52] HU Lanjuan, LI Ning, ZHANG Zhibin, et al. CG hypomethylation leads to complex changes in DNA methylation and transpositional burst of diverse transposable elements in callus cultures of rice [J]. Plant J, 2020, 101: 188 − 203. [53] ROWE H M, JAKOBSSON J, MESNARD D, et al. KAP1 controls endogenous retroviruses in embryonic stem cells [J]. Nature, 2010, 463(7278): 237 − 240. [54] MATSUI T, LEUNG D, MIYASHITA H, et al. Proviral silencing in embryonic stem cells requires the histone methyltransferase ESET [J]. Nature, 2010, 464(7290): 927 − 931. [55] IMBEAULT M, HELLEBOID P Y, TRONO D. KRAB zinc-finger proteins contribute to the evolution of gene regulatory networks [J]. Nature, 2017, 543(7646): 550 − 554. [56] BERRENS R V, ANDREWS S, SPENSBERGER D, et al. An endosiRNA-based repression mechanism counteracts transposon activation during global DNA demethylation in embryonic stem cells [J]. Cell Stem Cell, 2017, 21(5): 694 − 703. [57] NOUROZ F, NOREEN S, HESLOP-HARRISON J S. Identification and evolutionary dynamics of CACTA DNA transposons in brassica [J]. Pak J Bot, 2017, 49(2): 789 − 798. [58] WANG Qingbiao, WANG Yanping, SUN Honghe, et al. Transposon-induced methylation of the RsMYB1 promoter disturbs anthocyanin accumulation in red-fleshed radish [J]. J Exp Bot, 2020, 71(9): 2537 − 2550. [59] KONG Yu, ROSE C M, CASS A A, et al. Transposable element expression in tumors is associated with immune infiltration and increased antigenicity [J]. Nat Commun, 2019, 10: 5228. doi: 10.1038/s41467-019-13035-2. [60] LA Honggui, DING Bo, MISHRA G P, et al. A 5-methylcytosine DNA glycosylase/lyase demethylates the retrotransposon Tos17 and promotes its transposition in rice [J]. Proc Natl Acad Sci, 2011, 108(37): 15498 − 15503. [61] KASHINO-FUJII M, YOKOSHO K, YAMAJI N, et al. Retrotransposon insertion and DNA methylation regulate aluminum tolerance in European barley accessions [J]. Plant Physiol, 2018, 178(2): 716 − 727. [62] CHOI J Y, PURUGGANAN M D. Evolutionary epigenomics of retrotransposon-mediated methylation spreading in rice [J]. Mol Biol Evol, 2018, 35(2): 365 − 382. [63] WALSH C P, CHAILLET J R, BESTOR T H. Transcription of IAP endogenous retroviruses is constrained by cytosine methylation [J]. Nat Genet, 1998, 20(2): 116 − 117. [64] ZHOU Y, CAMBARERI E, KINSEY J. DNA methylation inhibits expression and transposition of the neurospora tad retrotransposon [J]. Mol Genet Genomics, 2001, 265(4): 748 − 754. [65] CHERNYAVSKAYA Y, MUDBHARY R, ZHANG Chi, et al. Loss of DNA methylation in zebrafish embryos activates retrotransposons to trigger antiviral signaling [J]. Development, 2017, 144(16): 2925 − 2939. [66] HOSAKA A, SAITO R, TAKASHIMA K, et al. Evolution of sequence-specific anti-silencing systems in Arabidopsis [J]. Nat Commun, 2017, 8: 2161. doi: 10.1038/s41467-017-02150-7. [67] FU Yu, KAWABE A, ETCHEVERRY M, et al. Mobilization of a plant transposon by expression of the transposon-encoded anti-silencing factor [J]. EMBO J, 2013, 32(17): 2407 − 2417. [68] CUI Hongchang, FEDOROFF N V. Inducible DNA demethylation mediated by the maize suppressor-mutator transposon-encoded TnpA protein [J]. Plant Cell, 2002, 14(11): 2883 − 2899. [69] DUAN Chengguo, WANG Xingang, XIE Shaojun, et al. A pair of transposon-derived proteins function in a histone acetyltransferase complex for active DNA demethylation [J]. Cell Res, 2017, 27(2): 226 − 240. [70] QIAN Weiqiang, MIKI D, ZHANG Heng, et al. A histone acetyltransferase regulates active DNA demethylation in Arabidopsis [J]. Science, 2012, 336(6087): 1445 − 1448. [71] CHEN Xiaochao, SCHÖNBERGER B, MENZ J, et al. Plasticity of DNA methylation and gene expression under zinc deficiency in Arabidopsis roots [J]. Plant Cell Physiol, 2018, 59(9): 1790 − 1802. [72] MAGER S, LUDEWIG U. Massive loss of DNA methylation in nitrogen-, but not in phosphorus-deficient Zea mays roots is poorly correlated with gene expression differences [J]. Front Plant Sci, 2018, 9: 497. doi: 10.3389/fpls.2018.00497. [73] FERREIRA L J, AZEVEDO V, MAROCO J, et al. Salt tolerant and sensitive rice varieties display differential methylome flexibility under salt stress [J]. PLoS One, 2015, 10(5): e0124060. doi: 10.1371/journal.pone.0124060. [74] RODRÍGUEZ-NEGRETE E, LOZANO-DURÁN R, PIEDRA-AGUILERA A, et al. Geminivirus Rep protein interferes with the plant DNA methylation machinery and suppresses transcriptional gene silencing [J]. New Phytol, 2013, 199(2): 464 − 475. [75] LIANG Xiong, HOU Xue, LI Jianying, et al. High-resolution DNA methylome reveals that demethylation enhances adaptability to continuous cropping comprehensive stress in soybean [J]. BMC Plant Biol, 2019, 19(1): 79. doi: 10.1186/s12870-019-1670-9. [76] YU A, LEPÈRE G, JAY F, et al. Dynamics and biological relevance of DNA demethylation in Arabidopsis antibacterial defense [J]. Proc Natl Acad Sci, 2013, 110(6): 2389 − 2394. [77] ZHANG Meng, ZHANG Xuexian, GUO Liping, et al. Single-base resolution methylomes of cotton CMS system reveal epigenomic changes in response to high-temperature stress during anther development [J]. J Exp Bot, 2019, 71(3): 951 − 969. [78] HE S, VICKERS M, ZHANG J, et al. Natural depletion of histone H1 in sex cells causes DNA demethylation, heterochromatin decondensation and transposon activation [J]. eLife, 2019, 8: e42530. doi: 10.7554/eLife.42530.002. [79] NISHIMURA H, HIMI E, EUN C H, et al. Transgenerational activation of an autonomous DNA transposon, Dart1-24, by 5-azaC treatment in rice [J]. Theor Appl Genet, 2019, 132(12): 3347 − 3355. [80] SECCO D, WANG Chuang, SHOU Huixia, et al. Stress induced gene expression drives transient DNA methylation changes at adjacent repetitive elements [J]. eLife, 2015, 4: e09343. doi: 10.7554/eLife.09343.001. [81] KOFLER R. Dynamics of transposable element invasions with piRNA clusters [J]. Mol Biol Evol, 2019, 36(7): 1457 − 1472. [82] GRAY Y H M. It takes two transposons to tango: transposable-element-mediated chromosomal rearrangements [J]. Trends Genet, 2000, 16(10): 461 − 468. 期刊类型引用(3)
1. 刘德桃，王艳，张雨怡，韩天杰，杨悦，暨文浩，陈永豪，罗瑶，林锐寅，付时雨. 纤维素增塑策略及其塑性加工技术. 造纸科学与技术. 2025(02): 1-13 . 
百度学术2. 陈凯强，龙克莹，初石民，林兰英，陈勇平，张涛. 自然老化对古建筑木材细胞壁结构与成分的影响. 木材科学与技术. 2023(05): 30-37 . 百度学术3. 卢芸，梁振烜，付宗营，张世锋. 木材细胞壁纳米技术研究进展与展望. 林业工程学报. 2022(05): 1-11 . 百度学术其他类型引用(17)
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