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硫代葡萄糖苷(glucosinolates，GS)又称芥子油苷，是一类富含氮、硫的植物次级代谢产物，主要存在于十字花科Cruciferae植物中[1]。它在植物的生长和发育过程中发挥着重要作用，硫苷及其水解产物有着非常活跃的生物学活性，主要包括参与植物的防御反应、赋予植物不同的风味、抗癌、抗营养作用等[2]。尽管所有十字花科植物均能合成硫苷，但不同品种之间硫苷种类和含量各不相同，其含量随生长阶段而改变[3]，且受到诸多因素影响，如日照长短、损伤、病害等[4]。有关研究表明，油菜Brassica napus开花数天后不同器官硫苷含量起伏较大，均未表现出稳定的变化趋势[5]。宋志荣等[6]研究发现：甘蓝型油菜不同品种硫苷含量变化趋势不一致，高硫苷品种苗期叶片含量最高，从苗期到盛花期呈现下降趋势，低硫苷品种硫苷含量从苗期到盛花期上下波动。李培武等[7]研究证实，在不同甘蓝型油菜的不同生长期，硫苷含量差异显著，且与时间的变化趋势不一致。硫苷的生物学活性研究已较清晰，但对于小白菜Brassica rapa ssp. chinensis生长过程中硫苷组分和含量变化的研究相对较少。由于植物在生长过程中，硫苷含量受合成、运输和代谢等多方面的影响，不同种类的硫苷在植物防御体系中发挥的作用不尽相同。本试验研究了小白菜不同生长期和同时期不同叶位硫苷组分和含量变化，以期探究硫苷在小白菜中的分布，为硫苷在植物抗逆性方面的运用提供参考。
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供试材料为小白菜‘黑油冬’‘Heiyoudong’(购于上海菲托种子有限公司)。试验于“GXZ-500D型”智能光照培养箱内(购于宁波江南仪器厂)，昼夜温度设置为(27±1) ℃，光照强度3万lx，日照长度为14 h，将种子播于5×10装有基质的穴盘中，待幼苗长到四叶一心时，选取长势一致的幼苗移至上口径11 cm的育苗盆中。分别在四叶期、八叶期和十二叶期以及八叶期的不同叶位，选取完好无损的叶片进行取样，去除主脉剪碎后液氮速冻，于-80 ℃冰箱中保存，每个叶期设3个重复。
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真空冷冻干燥机(1-16LSC，CHRIST)，固相萃取仪(ASE-12，天津奥特赛恩斯仪器有限公司)，高效液相色谱仪(1200，安捷伦)等。参考KRUMBEIN等[8]和ZHU等[9]的方法并加以改进。将上述样品置于冻干机内冻干72 h，完全去除组织水分后，用磨粉机将其磨成粉末并置于塑封袋内保存，在磨粉过程中务必将空调开启除湿模式，以防止样品受潮。
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实验结果采用Excel 2007软件进行数据整理，采用邓肯新复极差法测验(Duncan’s ANOVA)，在5%水平进行差异显著性分析。
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图 1表明了‘黑油冬’在不同时期总硫苷、脂肪族硫苷、芳香族硫苷和吲哚族硫苷质量摩尔浓度的变化。在四叶期、八叶期和十二叶期，叶片硫苷质量摩尔浓度不同。从四叶期到八叶期，硫苷质量摩尔浓度呈显著上升趋势(P＜0.05)，在八叶期达到峰值，而在十二叶期有所下降。其中，脂肪族硫苷质量摩尔浓度随着叶期的生长呈现逐渐的下降趋势，在十二叶期时达到最低。吲哚族硫苷和芳香族硫苷质量摩尔浓度的变化趋势与总硫苷的变化趋势一致，八叶期时最高，四叶期和十二叶期较低。另外，在不同时期脂肪族硫苷、芳香族硫苷和吲哚族硫苷占总硫苷的比例不同。四叶期时，脂肪族硫苷的占比最高，约占总硫苷的65%；八叶期时，吲哚族硫苷占比最大，占总硫苷的48%；十二叶期脂肪族硫苷与吲哚族硫苷的质量摩尔浓度相当。在3个时期中，芳香族硫苷所占比例最低。
图 1 不同时期总硫苷和各类硫苷的质量摩尔浓度
Figure 1. Content of total glucosinolates and various types of glucosinolates in different periods
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‘黑油冬’小白菜在八叶期时硫苷质量摩尔浓度最高，因此选取了八叶期对其进行不同叶位硫苷质量摩尔浓度的分析。根据叶龄大小从上叶位到下叶位依次命名为Y1，Y2，Y3，Y4，Y5，Y6和Y7，叶片长度小于5 cm的统称为Y0(菜心)。由图 2可见：随着叶位的升高，硫苷质量摩尔浓度呈现逐渐的上升趋势。Y7，Y6和Y5叶位之间，硫苷质量摩尔浓度有所上升但差异不显著(P＞0.05)，Y4和Y3叶位较下叶位硫苷质量摩尔浓度呈现显著升高趋势(P＜0.05)，但Y4和Y3之间硫苷质量摩尔浓度差异不显著(P＞0.05)，其质量摩尔浓度分别为0.57和0.73 μmol·g-1。越靠近菜心部位硫苷升高的幅度越大，Y3，Y2和Y1叶位硫苷质量摩尔浓度都较其下叶位呈现显著的上升趋势(P＜0.05)，其中菜心部位的硫苷质量摩尔浓度高达4.35 μmol·g-1。脂肪族硫苷在不同叶位的变化趋势与总硫苷的变化趋势一致，其质量摩尔浓度由下叶位至上叶位逐渐上升，在菜心部位达到最高，为2.55 μmol·g-1，而吲哚族硫苷质量摩尔浓度随着叶位上升呈现先下降后上升的趋势，在Y5叶位最低，仅为0.08 μmol·g-1，菜心部位达到最高，为1.60 μmol·g-1。芳香族硫苷的质量摩尔浓度相对较低，且在Y4，Y5，Y6和Y7叶位没有检测到该类硫苷的存在。其他叶位芳香族硫苷的变化与总硫苷的变化趋势一致，菜心部位达到最高的0.19 μmol·g-1。在占比方面，吲哚族硫苷在Y7叶位所占比例最高，约为总硫苷的56.7%，其他叶位则以脂肪族硫苷为主，占比59.0%~79.0%，芳香族硫苷在所有叶位中质量摩尔浓度较低，所占比例低于7.1%。
图 2 不同叶位总硫苷和各类硫苷的质量摩尔浓度
Figure 2. Contents of total glucosinolates and various types of glucosinolates in different leaves
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BROWN等[10]从拟南芥Arabidopsis thaliana生长周期的不同阶段发现，不同器官的硫代葡萄糖苷质量摩尔浓度和种类存在显著差异。休眠和已发芽种子硫苷质量摩尔浓度最高，其次为花序、长角果(果实)、根、茎和叶[11]。虽然脂肪族硫苷质量摩尔浓度在大多数植物器官中占主导地位，但吲哚族硫苷质量摩尔浓度在根部和莲座叶末期占总硫苷质量摩尔浓度的近一半。在拟南芥中，GTR1和GTR2参与脂肪族硫苷而不是吲哚族硫苷的双向长距离转运，莲座叶期叶片是短链脂肪族硫苷主要的来源和储存位置，根部和叶片合成的长链脂肪族硫苷主要运输到根部储存[12]。
本研究发现：‘黑油冬’在不同叶期叶片硫苷质量摩尔浓度由四叶期到八叶期上升，十二叶期下降的变化趋势，这与前人的研究结果[13]基本一致，不同的是脂肪族硫苷的变化趋势和其所占总硫苷的比例有所差异，可能是由于培养条件的不同所致。表明‘黑油冬’叶片在不同生长期的硫苷质量摩尔浓度变化较大。一般来说，硫苷在植物体内是不断积累的，而十二叶期硫苷质量摩尔浓度下降可能是因为硫苷的积累速率远不及植物的生长速率，从而表现为单位质量的降低[10]，也可能是由于随着植株的生长，叶片新合成的硫苷被运输到植物的茎和根部等器官所致[12]，由此在叶片中形成硫苷的动态平衡。脂肪族硫苷在叶片中占主要地位，其质量摩尔浓度随叶期增加而逐渐降低，可能是转运蛋白GTR1和GTR2参与长链脂肪族硫苷的长距离运输，将其运输到根部所致[12, 14]。
从发育的角度来看，拟南芥幼嫩的莲座叶通常比老叶硫苷质量摩尔浓度更高，这是因为早期生长的叶片在其生长过程中每克干物质增加的硫苷累积量低[10]。莲座叶期叶片在叶片扩张时硫苷质量摩尔浓度相对稳定。在种子发芽和叶片衰老期间，硫苷质量摩尔浓度显著下降[15]。EAS等[16]的研究表明：甘蓝结球部位的硫苷质量摩尔浓度显著高于外部叶片。本试验发现‘黑油冬’不同叶位硫苷质量摩尔浓度的变化，内部叶片较外部叶片具有更高的硫苷质量摩尔浓度，Y4和Y3叶位硫苷变化不大，衰老叶片硫苷质量摩尔浓度最低，这与前人的研究结果[10, 15]相一致。陈新娟[17]在小白菜不同叶位中硫苷质量摩尔浓度的研究发现，叶片膨大期硫苷质量摩尔浓度最高。在露地栽培条件下，环境中的病虫害会显著增加硫苷质量摩尔浓度[18-19]。
硫苷在病虫害防御中发挥重要作用，在植物中的分布并不均匀。在叶片中，硫苷的分布主要位于植物易受攻击的位置，如叶表面或叶缘部[20]。小白菜同一时期不同叶位之间的硫苷质量摩尔浓度存在显著差异，说明植物为适应环境有选择性地将硫苷分配至植株的重要部位，同时将衰老叶片中的硫苷运送到其他组织器官，使植物的防御能力达到最优，这是由植株特有的生理及防御机制决定的。通常情况下，硫苷分布在植物整个发育过程中所有的营养和生殖器官中。研究小白菜不同时期以及不同叶位的硫苷质量摩尔浓度变化规律，有助于探究硫苷在小白菜中的分布以及明确硫苷在小白菜中的代谢机理。
Glucosinolate content in the leaf stage and leaf position of pakchoi
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摘要: 硫代葡萄糖苷简称硫苷，是一种重要的植物次生代谢产物，具有多种生物学活性，与人类的生活密切相关。为研究小白菜Brassica rapa ssp. chinensis不同叶期、不同叶位硫苷质量摩尔浓度的变化，以小白菜品种‘黑油冬’‘Heiyoudong’为试材，利用固相萃取仪和高效液相色谱仪对四叶期、八叶期、十二叶期及八叶期不同叶位的硫苷质量摩尔浓度进行检测。结果表明：小白菜八叶期的总硫苷质量摩尔浓度明显高于四叶期和十二叶期，脂肪族硫苷质量摩尔浓度随叶期升高呈下降趋势，吲哚族、芳香族硫苷变化趋势与总硫苷变化趋势一致；小白菜八叶期内叶位总硫苷质量摩尔浓度高于外叶位，菜心部位硫苷质量摩尔浓度最高，为4.35 μmol·g-1，其中脂肪族硫苷质量摩尔浓度高达2.55 μmol·g-1，吲哚族硫苷质量摩尔浓度高达1.60 μmol·g-1，芳香族硫苷质量摩尔浓度相对较低；此外，叶位Y7吲哚族硫苷占比最高，占总硫苷质量摩尔浓度的56.7%，其他叶位则以脂肪族硫苷为主，占总硫苷质量摩尔浓度的59.0%~79.0%。在所有叶位中，芳香族硫苷质量摩尔浓度最低，占比低于7.1%。Abstract: Glucosinolate, an important plant secondary metabolite with many biological activities, is closely related to human life. To study the change of glucosinolate content in different leaf stages and leaf positions of pakchoi, an experiment was carried out on pakchoi 'Heiyoudong' as test material. Using a solid-phase extraction instrument and high performance liquid chromatograph, glucosinolate content in the four-leaf, eight-leaf, and twelve-leaf stages as well as in leaf positions for the eight-leaf stage, was measured. Results showed that total glucosinolate content in the eight-leaf stage of pakchoi was higher (P < 0.05) than that in the four-leaf and twelve-leaf stages. Also, the content of aliphatic glucosinolates decreased (P < 0.05) with an increase in leaf stage. Changes of indoles and aromatic glucosinolates were consistent with changes of total glucosinolates. Total glucosinolate content at the inner leaf position was higher than the outer leaf position with the central part having the highest glucosinolate content of 4.35 μmol·g-1; aliphatic glucosinolate was up to 2.55 μmol·g-1; indole glucosinolate was as high as 1.60 μmol·g-1; and aromatic glucosinolate was relatively low. In addition, indole glucosinolate of Y7 (seventh leaf from top to bottom) accounted for the highest proportion in total glucosinolates (56.7%). Other leaves (except Y7) were dominated by aliphatic glucosinolates accounting for 59.0%-79.0% of the total glucosinolate. Among all the leaf positions, the content of aromatic glucosinolates was the lowest (P < 0.05) accounting for less than 7.1%. This study explored the distribution of glucosinolates in pakchoi and could provide a reference for research on plant stress resistance.
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Key words:
- horticulture /
- glucosinolates /
- pakchoi /
- leaf position /
- leaf stage
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土壤酶是土壤生化过程的积极参与者，是生态系统物质循环和能量流动过程中最活跃的生物活性物质，通常与土壤微生物的代谢速率和养分的生化循环密切相关[1]。前人研究发现，不同养分在土壤中的释放和储存，腐殖质的形成和变化都与土壤酶的种类和活力有着紧密的联系。土壤酶在森林生态系统的养分循环和能量代谢中起到了非常关键的作用，被视为土壤生态系统的核心部分[2−3]。土壤酶主要来源于植物根系、土壤动物、微生物细胞分泌物及残体的分解物，是生态系统中生化过程和养分循环的主要调节者，在推动营养元素转化、生态系统功能调节等方面发挥着非常关键的作用[4]。
不同植被类型对土壤养分的富集和再分配以及养分流失具有重要影响，进而对土壤酶活性产生不同影响。近年来，国内外学者高度重视土壤酶活性的研究，不同空间尺度的土壤酶活性已得到广泛研究[5−10]。刘顺等[11]研究发现，坡向间植被类型通过土壤性质驱动土壤酶活性。贺兰山是干旱区具有完整垂直带谱的山地生物多样性宝库，植被类型具有明显的垂直地带性。已有研究显示：贺兰山东坡海拔显著影响土壤胞外酶活性，随着海拔的升高酶活性整体呈现上升趋势[12]，β-葡萄糖苷酶(β-G)酶活性随海拔升高呈先增后减趋势[13]。但贺兰山西坡不同海拔典型植被类型土壤酶活性的分布特性尚不明确。本研究以贺兰山西坡不同植被类型土壤为研究对象，对不同植被类型土壤理化性质和土壤酶活性进行综合研究，以了解贺兰山西坡不同植被类型下土壤酶活性变化情况及影响因素，旨在为干旱区森林生态系统土壤酶活性变化、养分循环模式和调节机制研究提供依据。
1. 材料与方法
1.1 研究区自然概况
贺兰山地处宁夏与内蒙古的接壤地带，具以山区为主要特点的典型大陆性季风气候。年均气温为8.6 ℃，年均降水量为209.2 mm，最高为627.5 mm，降水在6—8月最为集中，年均日照时数为3 100.0 h。贺兰山的荒漠草原、森林、亚高山草甸是中国中温带半干旱与干旱地区山地生态系统的典型代表[12]。在不同海拔植被类型中，水热交替具有较强的规律。贺兰山西坡土壤具有明显的垂直分布规律，沿海拔上升不同植被类型土壤自下而上分别为灰漠土、棕钙土、灰褐土、亚高山草甸土。
1.2 试验设计
2022年8月，沿贺兰山西坡1 300~2 700 m海拔范围内(38°19′~39°22′ N， 105°49′~106°41′ E)，自下而上分别选取具有代表性的荒漠草原(海拔1 349 m)、灰榆Ulmus glaucescens林(1 905 m)、蒙古扁桃Amygdalus mongolica灌丛(2 134 m)、油松Pinus tabuliformis林(2 150 m)、青海云杉Picea crassifoliai-山杨Populus davidiana混交林(2 160 m)、青海云杉林(2 635 m)和亚高山草甸(2 664 m)等7种典型植被类型作为样地。山地土层厚度不均，不同样地取样深度统一确定为0~10和10~20 cm，在同一海拔每种植被类型设3个样地，样地间隔大于100 m。在每个海拔样地内随机设置3个样方，乔木、灌木和草本标准样方大小分别为20 m×20 m、10 m×10 m、1 m×1 m，共21个样方。在每个样方内采用五点混合法取样，除去地表凋落物层后，用直径4 cm的土钻采集0~10、10~20 cm的土壤样品，将样品充分混合，放入自密封袋中，然后用冷藏箱将其运回实验室。从土壤中去除可见的粗根和石块后，用2 mm的筛子对土壤样品进行筛分。将筛选后的土壤样品分为2组，其中一组放置于阴凉环境中自然风干，测定其理化特性；另一组置于4 ℃的冷藏条件下，以检测土壤酶活性和其他相关指标。
1.3 土壤理化性质及酶活性测定
采用环刀法测定土壤容重(BD)，烘干法测定土壤含水率(SWC)，pH计测定土壤pH值(土水质量比为1.0∶2.5)[6]。采用重铬酸钾氧化外加热法测定有机碳(SOC)，半微量凯氏定氮法测定全氮(TN)，钼锑抗比色法测定全磷(TP)[9]，氯化钾溶液提取-分光光度法测定铵态氮(NH4 +-N)，比色法测定有效磷(AP)[12]。
采用3, 5-二硝基水杨酸比色法测定蔗糖酶(Inv)活性与淀粉酶(Amy)活性[11−12]，以1 g土样24 h催化生成还原糖的毫克数表示；采用比色法测定α-葡糖苷酶(α-G)活性进行；通过硝基苯葡糖苷法测定β-葡糖苷酶(β-G)活性；β-木糖苷酶活性(BXYL)、纤维二糖水解酶(CBH)采用微孔板荧光法，利用多功能酶标仪(SpectraMax M5)测定其荧光度[14−15]
1.4 数据处理
用 Excel整理数据，用 SPSS对数据进行统计和分析。利用单因素方差分析(one-way ANOVA)比较不同理化性质及酶活性差异(α=0.05)；用双因素方差分析检验不同植被类型和不同土层下土壤理化性质和酶活性交互作用；利用Origin 2022进行相关性分析并绘制热图，采用Canoco 5.0蒙特卡洛检验分析理化性质对土壤酶活性的影响。
2. 结果与分析
2.1 不同植被类型对土壤理化性质的影响
如图1所示：在0~10与10~20 cm土层，有机碳质量分数在亚高山草甸最高，其质量分数为62.30、58.28 g·kg−1；在荒漠草原最低，为15.31、15.32 g·kg−1。在不同植被带中，10~20 cm土层中土壤容重整体比0~10 cm土层高，在荒漠草原植被带不同土层土壤容重质量分数均高于其他植被带；有效磷质量分数在0~10 cm土层高于10~20 cm，各海拔间其质量分数无显著差异；0~10 cm土层，全氮质量分数在不同植被带无显著差异，10~20 cm土层中，蒙古扁桃灌丛全氮质量分数最高，为1.52 g·kg−1，荒漠草原最低，为1.04 g·kg−1。通过对土层、植被带及其交互作用对土壤理化性质的双因素方差分析，结果表明：不同植被带对土壤含水率、容重、pH及全磷、铵态氮、有机碳质量分数产生显著影响，土壤含水率与有机碳质量分数随海拔上升呈增加趋势，土壤容重随海拔上升呈下降趋势；土壤全氮、铵态氮质量分数随海拔升高呈先上升后下降；全磷、有效磷质量分数及pH无显著差异。土层对以上指标均未产生显著影响。土层与植被类型及其交互作用对土壤含水率产生显著影响。
图 1 不同植被类型土壤基本理化性质Figure 1 Basic physical and chemical properties of soils at different vegetation types2.2 不同植被类型对土壤酶活性的影响
从图2可以看出，在不同海拔植被带中，β-葡糖苷酶活性在0~10 cm土层表现为随海拔升高先下降后上升，亚高山草甸酶活性显著高于其他植被带，为105.81 nmol·g−1·h−1；纤维二糖水解酶在0~10和10~20 cm土层中随海拔上升酶活性升高，在不同土层间酶活性无显著差异性，且在0~10与10~20 cm土层中其酶活性均在草甸处最高，分别为93.77与86.79 nmol·g−1·h−1；在0~10 cm土层中α-葡糖苷酶活性和β-木糖苷酶活性在亚高山草甸最高，分别为59.75、66.08 nmol·g−1·h−1，灰榆林最低，分别为36.41、38.03 nmol·g−1·h−1。在0~10与10~20 cm土层中蔗糖酶活性在油松林最低，分别为81.87、61.33 nmol·g−1·h−1；淀粉酶活性在不同土层以青海云杉林最高，分别为14.13、8.82 nmol·g−1·h−1，灰榆林最低，分别为3.78、3.17 nmol·g−1·h−1。双因素方差分析表明：土层与植被类型的交互作用对土壤β-葡糖苷酶、α-葡糖苷酶、β-木糖苷酶和淀粉酶活性产生显著影响，在不同海拔植被带0~10与10~20 cm土层，土壤β-葡糖苷酶、纤维二糖水解酶、α-葡糖苷酶、β-木糖苷酶随海拔上升整体上升，淀粉酶先下降后上升，蔗糖酶变化无显著规律。
2.3 土壤酶活性与土壤理化性质的相关性分析
相关性分析如图3所示：在不同植被类型0~10 cm土层中，含水率、有机碳质量分数与各酶活性呈显著正相关(P＜0.05)，而容重、pH与各酶活性呈负相关，全氮、全磷、有效磷及铵态氮质量分数对各酶活性的影响不显著。在10~20 cm土层中，含水率、有机碳质量分数对土壤各酶活性的影响呈正相关(P＜0.05)，容重、pH对各酶活性的影响呈负相关，全氮、全磷、有效磷、铵态氮质量分数对各酶活性的影响并不显著。
图 3 不同土层土壤理化性质与土壤酶活性的相关性分析Figure 3 Correlation analysis between soil physicochemical properties and soil enzyme activity in different soil layers不同海拔土壤酶活性与理化性质的冗余分析(图4)显示：在不同植被类型，0~10 cm土层中，土壤理化性质对土壤酶活性影响重要性由大到小为有机碳质量分数、pH、含水率、容重、全磷质量分数、铵态氮质量分数、有效磷质量分数、全氮质量分数。其中有机碳质量分数、pH、含水率对土壤酶活性的影响达显著水平，而其他理化性质对土壤酶活性的影响并没有达显著水平。10~20 cm土层中，各酶活性与有机碳质量分数、铵态氮质量分数、含水率、全氮质量分数及全磷质量分数均表现为夹角小且方向一致，呈显著正相关，与容重、pH及有效磷质量分数呈负相关。在10~20 cm土层中，土壤有机碳、含水率和pH对土壤酶活性的影响呈显著水平，但其他理化性质对土壤酶活性的影响并没有达显著水平(表1)。
图 4 不同土层土壤酶活性与土壤理化性质的冗余分析(RDA)Figure 4 Redundancy analysis (RDA) of soil enzyme activity and soil physicochemical properties in different soil layers表 1 不同土层土壤理化性质对土壤酶活性的贡献率Table 1 Contribution rate of soil physicochemical properties to soil enzyme activity in different soil layers理化性质 0~10 cm 理化性质 10~20 cm 贡献率/％ F P 贡献率/％ F P 有机碳 85.1 44.9 0.002 有机碳 87.9 37.8 0.002 pH 67.8 24.2 0.002 含水率 64.0 17.8 0.002 含水率 52.4 14.5 0.002 pH 33.6 6.5 0.010 容重 18.0 3.3 0.066 容重 32.9 6.3 0.016 全磷 17.8 3.3 0.056 全磷 16.5 2.7 0.138 铵态氮 10.8 1.9 0.168 铵态氮 11.5 1.8 0.206 有效磷 1.4 0.2 0.828 全氮 5.1 0.8 0.412 全氮 0.7 0.1 0.926 有效磷 0.8 0.1 0.906 3. 讨论
3.1 不同植被类型土壤理化性质变化
本研究区由于受海拔植被类型影响，0~10与10~20 cm土层的土壤含水率从低海拔到高海拔呈上升趋势。原因在于高海拔区域乔木林有较多植被，其覆盖率较大，树木的根系能较好地保持土壤水分，减少水分的蒸发与流失，这与马剑等[16]的结论一致。本研究结果显示：不同海拔植被类型土壤容重整体均随海拔升高而下降，其原因可能是贺兰山西坡乔木林及亚高山草甸植被在高海拔区域，土壤疏松，土壤腐殖质质量分数也高，且人类活动较少。张珊等[17]则研究认为亚高山不同海拔、不同土层土壤孔隙度和有机质质量分数不同导致了土壤容重分布规律不同。
本研究中，土壤全氮质量分数在不同植被带0~10 cm土层中未表现较大差异，说明贺兰山土壤受其他影响因子亚高山的影响大于植被类型的变化。李彦娇等[18]对内乡宝天曼自然保护区土壤研究发现：土壤全氮随海拔上升其质量分数增加，是由于海拔的上升导致温度下降，微生物活动减少，以及植物残体的分解，因而增加了土壤中全氮的积累，这与本研究不符。在本研究中贺兰山土壤有机碳质量分数在乔木林与亚高山草甸处较高。这可能是草甸植物不断更替，植物死亡所释放的二氧化碳低于其更新速度，同时高海拔地区降水多温度低，限制了凋落物和根系等的分解，有利于有机碳的积累；同时高海拔地区乔木林土壤有较多养分能够为乔木林提供适宜的生长环境，促进有机物的分解和转化，有利于土壤有机碳的积累。宁朋等[19]研究也认为：在高海拔地区，低温不利于土壤微生物生存，土壤的呼吸代谢作用减弱，有利于土壤有机碳的积累。另外，不同海拔的植被类型各不相同，导致土壤中所残留的凋落物特性存在显著差异，从而改变了土壤有机碳质量分数。在本研究中pH在不同植被类型0~10 cm土层中无显著差异，其原因可能为不同海拔植被类型与土壤具有相互作用，同时对pH的差异具有调节作用，这与在藏东南森林研究的结果一致[20]。速效磷质量分数在本研究中无显著变化规律，可能是由于土壤中的磷与土壤颗粒表面的铁、铝等离子结合，形成难溶性的磷酸盐。在干旱区碱性土壤中，这种吸附作用可能更加显著，导致磷的有效性降低。马剑等[16]研究则认为是由于随海拔上升磷素在土壤中迁移速度较慢，降水对磷素在土壤剖面及表面的迁移影响较弱，致使在不同海拔植被带，土壤速效磷无显著变化规律。
3.2 不同植被类型土壤酶活性变化
蔗糖酶活性不仅决定了土壤中的生物活性，也决定了植物对可溶性营养物质的利用能力[21]。本研究中，蔗糖酶活性在不同植被类型土壤表层无显著差异，但随土层加深呈降低趋势，这与秦燕等[22]、陈志芳等[23]的研究结果一致。可能是随土层加深，土壤密度及空隙度和通气性减小，有机质及养分减少，从而限制了微生物的生长与代谢，进而降低了蔗糖酶的活性。本研究表层土壤中β-葡糖苷酶、纤维二糖水解酶、α-葡糖苷酶活性均有上升趋势，这与李丹丹[24]、姚兰等[25]所得结论一致。表明高海拔植被更多的活性碳可能被土壤微生物分解，同时更有利于土壤养分积累，表层土壤通气及水分保持效能较好，有利于土壤微生物的生长和活动，因而高海拔地区酶活性较高。贺兰山西坡不同植被类型土壤酶活性多为0~10 cm高于10~20 cm土层。可能因为土壤表层的水热条件和通风条件好，腐殖质层养分含量高；同时表层土壤容重随植被根系分布增多而变小，从而促进土壤代谢产酶能力[26]。
3.3 土壤理化性质对酶活性的调控作用
本研究不同植被类型0~10与10~20 cm土层中土壤酶活性与含水率均表现为正相关关系，说明土壤水分有利于各种酶促反应，促进凋落物分解和高分子化合物的形成和积累[27]。在不同植被类型0~10与10~20 cm土层中土壤容重与所有酶活性之间存在着显著负相关，其主要原因为高容重土壤限制了氧气与水分的供应，这与李聪等[28]的研究结果相似。不同植被类型0~10与10~20 cm土层中，β-葡糖苷酶活性与土壤有机碳质量分数呈极显著正相关，与土壤 pH 呈极显著负相关，这与在猫儿山研究结果一致[29]。因为在碱性土壤中，酶的结构和功能可能会发生改变，从而影响其催化活性，同时酶与底物之间的亲和力降低，影响了酶的催化效率。本研究蔗糖酶与pH呈负相关，这与前人得出结论不同[30]，这可能是因为土壤蔗糖酶活性与有机质可以相互促进，协同变化。pH可以影响酶的结构从而影响酶活性[31−32]，蔗糖酶活性最适pH范围为6.5~7.5 [33−34]。本研究仅分析了不同植被类型的土壤酶活性和土壤理化性质的分布特征及相关关系，但土壤酶是一个复合体，土壤理化性质和水热条件的差异都会导致土壤酶活性的变化，因此，在今后的研究中，应综合考虑环境因素对土壤酶活性的影响，同时加强对土壤酶与土壤有机质[35]、土壤质地关系[36]的研究，结合研究区特点，全面深入调查其对环境因子变化的响应。
4. 结论
在贺兰山西坡不同植被类型中，土壤β-葡糖苷酶、纤维二糖水解酶、β-木糖苷酶及α-葡糖苷酶活性在0~10 cm土层随海拔升高整体呈上升趋势，在10~20 cm土层中均呈先下降后上升的趋势，而蔗糖酶与淀粉酶活性无显著变化规律，同时在不同植被类型不同土层中，土壤表层酶活性质量分数高于10~20 cm土层中的酶活性。0~10和10~20 cm土层中土壤有机碳质量分数和含水率均随海拔升高呈上升趋势，对酶活性具有促进作用，而容重与pH随海拔上升呈下降趋势，对酶活性具有抑制作用。
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图 1 不同时期总硫苷和各类硫苷的质量摩尔浓度
Figure 1 Content of total glucosinolates and various types of glucosinolates in different periods
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