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指甲兰属Aerides是兰科Orchidaceae重要的观赏植物及药用植物，属下有30种，主要分布在印度、斯里兰卡、尼泊尔、不丹、缅甸、越南、老挝、泰国、马来西亚、菲律宾、印度尼西亚、巴布新几内亚，及中国南方亚热带区域[1]。中国共有多花指甲兰A. rosea、香花指甲兰A. odorata、小蓝指甲兰A. orthocentra、扇唇指甲兰A. flabellate和指甲兰A. flacata 等5种。指甲兰属为单轴分枝类兰花，与蝴蝶兰属Phalaenopsis、万代兰属Vanda、钻喙兰属Rhynchostylis等关系较近，都属于树兰亚科Epidendroideae万代兰族Vandeae指甲兰亚族Aeridinae，属间杂交亲和，可培育新品种[2]。据英国皇家园艺学会兰科登陆机构(RHS)记载，蝴蝶兰属与指甲兰属的远缘杂交种已有20余个。
多花指甲兰原生境花期为5—7月，果期为8月至次年5月，产于中国广西、贵州、云南，在不丹、印度、缅甸、老挝和越南也有分布，生于海拔320~1 530 m的山地林缘或山坡疏生的常绿阔叶林树干上。被《中国物种红色名录》记为极危(CR)；被《中国生物多样性红色名录：高等植物卷》记为濒危(EN)。花色粉嫩、花量大、花型奇特、花香馥郁，是观赏价值极高的兰花，也可与蝴蝶兰进行远缘杂交，培育有香味的蝴蝶兰。
目前，对于多花指甲兰的研究较少，主要在组织培养、非共生萌发技术[3]、功能性成分分析[4]等方面。王清芸等[5]对其花粉活力和柱头可授性研究发现：开花6 d时的花粉活力最强，盛花期柱头可授性最高，但对其开花进程及繁育系统未进行系统研究。开展花部特征和繁育系统研究，不仅可以深入研究花朵的结构、传粉方式和媒介种类，还能够了解植物的生态适应机制，为杂交育种工作提供依据。以往兰科植物繁育系统研究[6-13]为本研究提供了参考。观察多花指甲兰开花进程，并进行繁育系统研究，可为该物种种质资源的保护提供有力保障，也为实现多花指甲兰的人工繁殖和产业化生产，及远缘杂交育种提供科学依据。
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多花指甲兰种植于中国农业科学院蔬菜花卉研究所温室，该温室春秋季常开天窗；夏季开风机，水帘降温；冬季有暖气供暖。室温保持在26~30 ℃，相对湿度为65%~70%。取200株生长状况良好、无病虫害的5年生多花指甲兰进行试验。
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随机选取盛花期全天开放的植株10株，测量株高、花序长、中萼片、侧萼片、花瓣、唇瓣、花序、花朵数及叶片数。按照DAFNI[14]的标准，选取10株植株进行开花进程观察，观察记录群体水平(群体内第1朵花至最后1朵花开放的日期)、单株水平(单株上第1朵花开放至最后1朵花凋谢的日期)、单花水平的开花进程(单朵花花瓣从两侧打开至花朵枯黄脱落的日期)。
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选取初花期和末花期的花粉团，经配置的FAA固定液(100 mL FAA中含体积分数为50%的乙醇89 mL、冰乙酸6 mL、甲醛5 mL)处理24 h后，用乙醇溶液按梯度(体积分数分别为70%、80%、90%、95%、100%)脱水15 min，放入加有干燥剂的1.5 mL离心管中，用CO2临界点干燥仪(Leica CPD 300)干燥5 h，用双面胶将干燥后的植物样品粘在金属台上，待观察部位朝上。离子溅射仪(Hitachi E-1010)对金属台喷金、镀膜。在扫描电子显微镜(Hitachi S-4800)下观察和测量花粉团的表面纹饰、花粉外形态，并拍照。
筛选测定多花指甲兰花粉活力最适宜的方法：①醋酸洋红染色法。于每日9:00—10:00采集多花指甲兰各生长阶段的新鲜花粉，将花粉置于载玻片上，用解剖针将花粉团轻轻捣碎，滴入1~2滴的醋酸洋红染液后轻轻将其均匀分散开，盖上盖玻片，每次制片3张。静置10~15 min后，于倒置显微镜(Olympus BX53)下观察，选取6个不同视野进行拍照。花粉活力强的花粉会被染成红色，较淡的颜色被视为活力较弱。②氯化三苯四氮唑(质量浓度为1%的TTC)染色法。参照边子星[15]的方法：将新鲜的花粉置于2 mL的试管中，用解剖针将其轻轻捣碎，后滴入1滴质量浓度为1%的TTC染色液，黑暗培养24 h。摇晃试管，使得花粉分散均匀，用移液枪吸取含有花粉的TTC染液，置于载玻片上，用解剖针轻轻将花粉细胞均匀分散开，制片3张。放至倒置显微镜(Olympus BX53)下进行观察并拍照，选取6个不同的视野。以花粉细胞被染成红色为活力较强标准，白色为活力较弱标准。③花粉离体萌发法。参照欧阳英等[16]的方法：以质量浓度为5.000%蔗糖+质量浓度为0.050%硼酸+质量浓度为0.001%氯化钙+体积分数为5.000%椰汁为液体培养基。将花粉用解剖针取下置于双面凹载玻片上并散开，用滴管吸取上述培养液滴入含花粉的凹面里，后将载玻片放于垫有3~5张湿润滤纸的培养皿中，盖上盖子置于组培室(室内温度25 ℃，相对湿度80%以上)培养48 h后统计花粉萌发数。以花粉管长度超过花粉直径的2倍记为萌发。每阶段取3份样，制片后随机选取3个视野统计萌发数，重复3次。花粉萌发率=萌发的花粉数/视野内总花粉数×100%。
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采用联苯胺-过氧化氢法[V(质量浓度为1%联苯胺)∶V(体积分数为3%过氧化氢)∶V(水)=4∶11∶22]测定各阶段柱头的可授性。用体视显微镜(Olympus SZ)观察并拍照。柱头周围反应液伴有大量的气泡产生表示柱头具有可授性，气泡越多表示可授性越强。
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随机采取多花指甲兰成熟的花粉团，将其放置载玻片上碾碎，滴入碘-碘化钾浸染15 min，放置在倒置显微镜(Olympus BX53)下观察，花粉若经碘-碘化钾处理后显示红色说明花粉有脂质存在，处理后若呈蓝色或黑色则说明花粉有淀粉存在。
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根据DAFNI[14]的标准计算OCI值。花朵直径＜1 mm记为0；1~2 mm记为1；2~6 mm记为2；＞6 mm则记为3。花药与柱头的空间位置在同一高度记为0，空间分离记为1。花药开裂时间和柱头可授粉期同步或雌蕊先熟记为0，雄蕊先熟记为1。三者之和为OCI。繁育系统的评判标准：OCI=0，为闭花受精；OCI=1，为专性自交；OCI=3，为自交亲和，有时需要传粉者；OCI≥4，为部分自交亲和，异交，需要传粉者。
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随机选取初花Ⅱ期花朵进行人工控制授粉试验，设置6个处理(不去雄不套袋不授粉、不去雄套袋不授粉、去雄不授粉、人工自花授粉、人工同株异花授粉、人工异株授粉)，检测多花指甲兰传粉方式。每个处理重复3次，共计20~30朵花。授粉30 d后统计结实率。结实率＝结实数/授粉数×100%。
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利用Excel 2016进行表格绘制，SPSS 25.0 进行数据处理、标准误计算及显著性分析(单因素方差分析、邓肯法)，Photoshop 2021进行图片制作。
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由图1可见：多花指甲兰有1~4个花梗，其总状花序长10~30 cm，花序形态似“狐尾”。茎粗壮，长约5~20 cm，花序叶腋生，花序轴较长，密生数十至近百朵花；花由1个中萼片、2个侧萼片、2个花瓣和1个唇瓣组成。子房棒状带纵棱，花梗和子房白色带淡紫色晕；中萼片和侧萼片呈卵圆形，花瓣披针形，花瓣与中萼片有粉紫色斑点。唇瓣上密布紫红色斑点，边缘稍具不整齐的锯齿。表1为多花指甲兰株高、最大叶长宽、花序长、中萼片和侧萼片的长宽、花瓣长宽及唇瓣的横纵径等花部表型性状。
图 1 多花指甲兰的花器官特征
Figure 1. Floral syndrome of A. rosea
表 1 多花指甲兰表型性状
Table 1. Phenotype of the A. rosea
植株
序号株高/
cm最大叶
长/cm最大叶
宽/cm花序
长/cm中萼片
长/cm中萼片
宽/cm侧萼片
长/cm侧萼片
宽/cm花瓣
长/cm花瓣
宽/cm唇瓣横
径/cm唇瓣纵
径/cm花序梗
粗/cm花朵横
径/cm花朵纵
径/cm花朵
数/个叶片
数/个1 43.0 21.0 4.0 27.6 1.1 0.5 1.3 0.7 2.6 1.5 1.2 1.1 0.5 3.5 3.5 67 13 2 33.0 22.0 3.0 20.0 1.2 0.5 1.1 0.6 2.5 1.2 1.2 1.6 0.6 2.7 4.0 46 12 3 32.0 19.5 3.0 23.0 1.0 0.7 1.1 0.5 3.0 2.1 1.3 1.5 0.4 3.0 3.3 58 10 4 26.0 27.9 3.7 14.6 0.8 0.8 0.8 0.6 3.0 1.7 1.3 1.6 0.6 2.5 3.0 19 13 5 29.0 23.5 4.3 14.1 0.7 0.8 0.8 0.4 3.1 1.8 1.2 1.4 0.3 3.0 3.8 26 12 6 27.0 15.8 3.1 14.3 0.8 0.6 1.2 0.5 3.0 1.3 1.6 1.5 0.2 3.4 3.5 26 10 7 28.0 16.5 2.6 14.7 0.6 0.6 1.3 0.7 2.0 2.1 1.6 1.5 0.2 3.6 3.0 19 7 8 21.5 20.0 4.0 14.6 1.0 0.6 0.7 0.4 1.6 1.7 1.1 1.5 0.3 2.8 2.7 31 11 9 23.5 21.0 2.9 13.0 1.2 0.5 0.8 0.7 2.7 2.0 1.3 1.6 0.3 2.8 3.0 25 11 10 25.5 22.0 2.5 14.7 0.8 0.8 1.2 0.6 2.7 2.1 1.1 1.4 0.2 3.0 3.0 20 12 平均值 27.31 20.92 3.31 17.06 0.92 0.65 1.04 0.58 2.62 1.75 1.29 1.47 0.35 3.03 3.28 33.70 11.13 标准误 2.31 1.08 0.20 1.53 0.06 0.04 0.07 0.04 0.48 0.11 0.06 0.04 0.05 0.11 0.13 5.45 0.69 通过电子扫描显微镜观察(图2)可见：多花指甲兰在开花1~2 d花粉团比末花期花粉团更加饱满(图2A和B)。花粉团表面不平整，有极多凸起，由数万个花粉细胞紧密聚集而形成(图2C)，花粉粒类球形(图2D)，直径约200 μm。
图 2 多花指甲兰花粉电镜扫描
Figure 2. Floral syndrome of A. rosea
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温室内，多花指甲兰在5月底零星开放，群体花期为5—7月，单花花期7~10 d，单株花期15 d。总状花序，花序的花朵从下至上开放，花序上第1朵花开放至整个花序的花全部开放约需10 d。按DAFNI[14]的标准将多花指甲兰的发育分为7个阶段(图3)。①花蕾Ⅰ期(开花前4~5 d)。花蕾未开放，呈不规则椭圆形，中萼片和唇瓣紧闭，可见距。②花蕾Ⅱ期(开花前1~3 d)。花蕾开始开放，中萼片和唇瓣开始分离，有紫色的花瓣露出。③初花Ⅰ期(开花1~2 d)。花蕾开始开放，唇瓣与花瓣分离，横径距离1.5 cm，柱头有黏液分泌。④初花Ⅱ期(开花3~4 d)。花蕾大部分开放，萼片微微卷曲，唇瓣向下竖起，花瓣和唇瓣纵径距离大于3.0 cm，能明显看到合蕊柱，柱头黏液量分泌达到最高。⑤盛花期(开花5~6 d)。花朵完全开放，花瓣完全打开，花粉团由鹅黄变成深黄。⑥末花期(开花7~8 d)。花朵枯萎，萼片卷曲，唇瓣凹陷，萼片和唇瓣的颜色变褐色。⑦凋谢期(开花9~10 d)。花朵完全失去水分，整体呈现褐色，花粉团变硬，花朵枯萎。
图 3 不同发育阶段的多花指甲兰
Figure 3. Different development stages of A. rosea
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由图4可知：相对于醋酸洋红染色法，TTC染色法可明显区分有活性花粉，且TTC染色法所测得的结果略高于醋酸洋红染液测定的活力，花粉离体萌发法不能准确测定多花指甲兰花粉活力，其花粉管杂乱无章不易查数。因此选用TTC染色法测定多花指甲兰各时期花粉活力，由表2可以看出在盛花期花粉活力最高，可达74.57%，其次为初花Ⅱ期。
图 4 不同方法测定花粉活力
Figure 4. Pollen viability determined by different methods
表 2 花粉活力与柱头可授性检测
Table 2. Test of pollen viability and stigma acceptability
发育阶段 花粉活力/% 柱头可授性 花蕾Ⅰ期 14.92±0.69 f +/− 花蕾Ⅱ期 24.17±0.71 d +/− 初花Ⅰ期 33.72±9.92 c + 初花Ⅱ期 45.99±1.45 b ++ 盛花期 74.57±1.14 a ++ 末花期 20.92±0.83 e − 凋谢期 8.55±0.32 g − 说明：数值为平均值±标准误。不同的小写字母表示差异显著(P＜0.01)。−表示柱头不具可授性，+/−表示部分柱头具可授性，+表示柱头具可授性，++表示柱头可授性较强。 在对柱头可授性进行检测时发现(图5)：在初花Ⅱ期和盛花期时柱头周围有大量的气泡产生，说明此阶段的可授性最强。故对多花指甲兰进行人工授粉时，应选择初花Ⅱ期或盛花期，盛花期授粉效率最高。授粉时，先将花粉用镊子取出，此时花粉团具有很强的黏性，易黏在柱头腔内，授粉成功后，通常在1周后即可看到子房开始膨大。
图 5 不同时期柱头可授性
Figure 5. Stigma accessibility test
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经碘-碘化钾对多花指甲兰的花粉进行染色后，在显微镜下可看到花粉会被染成红色(图6)，表明多花指甲兰花粉中淀粉较少，脂质较多。以往研究表明[17]：兰科植物的花粉含有脂类，一般以花蜜和油类较多[18]，而淀粉并不是经常存在，这与系统发育有关。有推断，脂质花粉营养丰富，更容易吸引昆虫进行传粉，而淀粉花粉有利于风媒传粉。
图 6 碘-碘化钾花粉组织染色
Figure 6. Staining of iodide-potassium iodide pollen tissue
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多花指甲兰花朵直径为2.5~3.6 cm，大于6 mm，分值为3；花粉成熟时聚成典型花粉团位于柱头上方，两者存在一定距离，无法接触，且花粉与柱头腔间的蕊喙发育，阻止自交授粉发生，分值为1；花粉和柱头同步成熟，分值为0。多花指甲兰的OCI为4，其繁育系统以异交为主，部分自交亲和，需要传粉者。
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成功授粉后的花朵，5 d后可见柱头微微膨大，花瓣、唇瓣与萼片开始枯萎脱落；10 d左右子房膨大。授粉未成功的花朵在开花7 d左右花瓣开始枯黄，萎缩，约10 d后连同子房一起脱落。授粉成功的花朵比未授粉的花朵先枯萎。授粉30 d后统计果荚结实情况(表3)可知：多花指甲兰无论是否去雄、套袋，不进行人工授粉的结实率均为0，而人工自花授粉、人工同株异花授粉、人工异株授粉的结实率分别为85.71%、88.00%、84.00%，无显著差异。这表明多花指甲兰需要借助传粉媒介进行传粉，不存在自然自花授粉和无融合生殖现象。
表 3 不同处理下结实率
Table 3. Percentage of fertile fruit in different pollination treatments
处理方式 处理花/朵 结实数/朵 结实率/% 不去雄不套袋不授粉 22 0 0.00±0.00 b 不去雄套袋不授粉 30 0 0.00±0.00 b 去雄不授粉 30 0 0.00±0.00 b 人工自花授粉 21 18 85.71±0.12 a 人工同株异花授粉 25 22 88.00±0.08 a 人工异株授粉 25 21 84.00±0.32 a 说明：结实率为平均值±标准误。不同小写字母表示不同方法处理下结实率之间差异显著(P＜0.05)。 -
多花指甲兰有2枚侧萼片、1枚中萼片、2枚花瓣和1枚唇瓣，具有较高的观赏价值，是蝴蝶兰属不可多得的香花远缘杂交亲本。多花指甲兰的花期在5—7月，总状花序，开花时有香味，花自下而上循序开放，但时间差别不大。单株有1~4个花梗，数十朵花。单朵花自然状态下花期为7~10 d，整株花期约15 d。而王清芸等[5]对种植于云南省的多花指甲兰观察，发现其整株花期仅有10 d，说明温室栽培条件相比于露地条件，更适合多花指甲兰生长，可延长其花期。
花粉活力是决定授粉成功与否的关键，花粉活力的高低及柱头可授性的强弱与花朵开放时间有关。多花指甲兰的花粉为四分体结构，花粉进行离体萌发培养时，花粉团在培养液中自然散开，四合花粉粒均保持完整的膜结构，能够萌发，但经过物理碾压，花粉粒的膜结构易遭到破坏，对花粉粒的萌发造成一定的影响，从而加大记数时的误差，所以当尝试用花粉萌发法测定花粉活性，统计数据结果活性偏低，因此本研究并未采用花粉离体萌发法测定数据。本研究也比较了TTC和醋酸洋红2种染色液对多花指甲兰有活力花粉的染色状况。结果表明：2种染色液测定的花粉活力均随着花朵开放时间延长，呈先上升后下降的趋势，与其他兰花结果一致[12, 19]。但是TTC所测花粉活力略高于醋酸洋红，可见在温室条件下栽培的多花指甲兰更适合用TTC染色法测定花粉活力。采用联苯胺-过氧化氢法是检测柱头可授性较为简单常用的方法 [20−22]，多花指甲兰同样适用此方法。开花时间的长短影响着柱头可授性的强弱，多花指甲兰在初花Ⅱ期和盛花期可授性达到最高强度，之后又逐步降低。多花指甲兰花粉与柱头同熟，在初花Ⅱ期和盛花期花粉活力与柱头的可授性都较强，因此，此时期开展授粉工作成功率最高。
植物的繁育系统是判断其种群能否延续的重要体系标准，通常是指对直接影响后代遗传组成的所有有性特征进行研究，人工授粉是最基本的研究方法。在对多花指甲兰进行人工控制授粉试验中，不去雄且不套袋、不去雄且套袋以及去雄不授粉的结实率均为0，但是人工自花授粉、人工同株异花授粉及人工异株授粉后，都有80%以上结实率。这些结果皆表明多花指甲兰有高度的自交和异交的能力。根据DANFI[14]的标准所得出的杂交指数也表明：多花指甲兰为自交和异交的混合交配模式，需要特定的传粉者。根据花粉组织化学染色结果表明：多花指甲兰花粉脂质含量较多，初步判断为虫媒传粉，但仍需后期野外验证。基于多花指甲兰繁育系统研究的结果，本研究在初花Ⅱ期和盛花期进行人工授粉，已经获得大量种苗。今后将在自然条件下对其进行人工授粉，提高繁殖效率，从而最大限度地保护多花指甲兰的种质资源。
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多花指甲兰为总状花序，单花花期7~10 d，群体花期为5月初至7月底，开放时有香味。雌雄同株，且同步成熟，在盛花期(开花5~6 d)花粉活力与柱头可授性均达到最强，花粉活力高达74.57%。多花指甲兰花粉为近圆形四合花粉，主要由脂质组成。OCI为4，多花指甲兰不存在无融合生殖现象，繁育系统是需要传粉者传粉的自交和异交混合交配模式。
Flowering characteristics and breeding system of Aerides rosea
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摘要:
目的 研究多花指甲兰Aerides rosea的开花特性与繁育系统，为多花指甲兰的种质资源保护提供理论依据。 方法 观察记录温室栽培条件下多花指甲兰的花部特征和开花进程，检测花粉活力与柱头可授性，估算杂交指数(OCI)及进行人工控制授粉试验。 结果 ①多花指甲兰5—7月开花，开放时有香味，单株花期约15 d，单花花期约10 d。花蕾期为开花前1~5 d，初花期为开花后1~4 d，盛花期为开花后5~6 d，末花期为开花后7~8 d，凋谢期为开花后9~10 d。②总状花序，有1~4个花序，花序较长，密生数十朵花，整株花期一致。③在花蕾期，花朵还未开放时花粉已具备活力，部分柱头具备可授性；花粉活力与柱头可授性在盛花期(开花5~6 d)达到峰值。多花指甲兰的OCI为4。④无论是否去雄、套袋，不进行人工授粉的结实率均为0，而人工自花授粉、同株异花授粉和异株异花授粉的结实率分别为 85.71%、88.00%、84.00%，均高于不进行人工授粉的植株。 结论 多花指甲兰自5月初开花至7月底结束，盛花期较短，持续约2 d。多花指甲兰不存在无融合生殖现象，是需要传粉者传粉的自交和异交混合的繁育系统。图6表3参22 Abstract:Objective This study, with an investigation of the breeding system of the Aerides rosea, is aimed to provide theoretical basis for the protection of its germplasm resources. Method The floral characteristics and flowering process of A. rosea under greenhouse cultivation conditions were carefully observed and recorded before the breeding characteristics were studied through the detection of pollen viability and stigma acceptability, and the estimation of hybridization index (OCI) and test of artificially pollination. Result (1) A. rosea blossomed from May to July with fragrance and the florescence of a single plant lasted about 15 d and that of a single flower lasted about 10 d, with the bud stage being 1−5 d before flowering, the initial flowering stage of 1−4 d after flowering, the full flowering stage of 5−6 d after flowering, the final flowering stage of 7−8 d after flowering, and the fade stage of 9−10 d after flowering. (2) A. rosea belonged with raceme with each plant having 1−4 inflorescences which were featured as long and densely packed with dozens of flowers, with a consistent flowering period throughout the entire plant. (3) During the bud stage before flowering, the pollen already displayed viability and stigma pollinability which reached the highest at 5−6 d of flowering and the OCI of A. rosea was 4. (4) The fruit set rate was 0 without artificial pollination, while the fruit set rate for those with artificial self-pollination, artificial cross-pollination of the same plant and artificial cross-pollination of the different plants was 85.71%, 88.00% and 84.00% respectively, higher than the ones without artificial pollination. Conclusion The flowering of A. rosea started in early May and ended at the end of July with a relatively short flowering period of about 2 d and the breeding system was a mixed mating system of self-pollination and cross-pollination that required pollinators to mix. [Ch, 6 fig. 3 tab. 22 ref.] -
Key words:
- Aerides rosea /
- flowering process /
- pollen viability /
- stigma acceptability /
- breeding system /
- hybridization index
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矿质元素的生物地球化学循环直接影响生态系统的生产力和稳定性。磷(P)作为碳、氮之外陆地生态系统最关键的营养元素，在植物体内的分配和代谢决定了植物的生长过程及生产力水平[1]。低磷环境在生态系统内普遍存在，土壤总磷库80%以上的磷不可移动[2]，植物难以吸收利用。同时，土壤有效磷(Pi)易被铝离子、铁离子、钙离子吸附固定，与氢氧化合物构成螯合物[3−5]，因此有效磷浓度随土壤发育而下降，导致世界范围内有效磷浓度低于10 µmol·L−1的土壤广泛存在[6]。
为满足农林业生产需求，集约施用磷肥成为生产经营的主要措施。然而，一般磷肥当季利用率仅为10%~25%，75%~90%的磷被转化固定成植物难以吸收的形态[7]，导致磷肥利用率低下。同时，随着经济增长和人口剧增，过度开采和不合理的磷肥经营管理造成磷矿资源储备耗竭、水体磷素增加，对生态环境造成严重威胁[8−10]。近年来，关于土壤磷素循环研究的不断深入，揭示了植物进化形成的一系列复杂适应性策略[11−12]，并发现土壤功能微生物对土壤磷库活化和植物营养健康有重要影响[13−14]。丛枝菌根真菌(arbuscular mycorrhizal fungi，AMF)和溶磷细菌(phosphate-solubilizing bacteria，PSB)在自然界土壤中普遍存在。研究发现，丛枝菌根真菌和溶磷细菌可以溶解难溶性无机磷、矿化有机磷，两者直接参与土壤磷素活化与植物磷素获取过程，与土壤、植物之间联系密切[15−16]，在维持土壤磷养分有效性和生态系统功能中发挥重要作用[16−18]。鉴于此，为开发可持续土壤磷素高效利用途径，围绕植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌共生关系，详述了丛枝菌根真菌与溶磷细菌在植物磷养分吸收中的作用，强调了植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌互作增效对土壤磷素调动的途径和机制。
1. 植物获取和利用磷的策略
维管植物在长期进化过程中形成了多样化的根功能属性以提高对土壤磷资源的获取，维持体内磷稳态，包括根形态和根构型属性的响应[11−12, 19−20]、根分泌物属性的调节[3, 12]、磷素分配与再利用的调控[21−23]以及与菌根形成紧密的共生关系[24]。其中，光合碳投入是植物根系功能属性变化以促进高效获取地下资源的重要驱动力[25]。低磷条件下，植物光合产物优先向根系分配，部分作用于根系生长及其生理活动，促进根冠比增加[20, 26−27]，改变根系特征性状，表现为根系比根长与侧根数量的增加[19, 28]、根系生长角度的调整[11, 19]及根毛长度与密度的改变[11, 29]，从而提高根系与土壤界面的接触面积。拟南芥Arabidopsis thaliana在低磷水平下通过抑制主根生长，增加根系分支数量，促进侧根伸长生长，形成在土壤浅层分布、高度分支的根系结构[19]。在4种不同根系表型的菜豆Phaseolus vulgaris中根毛与根系生长角度协同影响植物的磷素吸收，低磷胁迫下根系表现为长且密的根毛形态与浅根型结构，可显著促进植株生物量的积累与磷素的吸收[29]。WEN等[28]对16种不同作物分析发现：根系直径与物种的磷养分获取策略关系密切，低磷环境中根系直径较细的物种通过促进根系分支、增加根系比根长和一级根系长度获取磷素，而粗根物种主要依靠丛枝菌根真菌的高定殖率来弥补低磷环境下根系形态表现的缺陷。因此，不同物种、基因型以及根系功能性状类型对磷胁迫的响应表现出不同的可塑性。
植物光合产物的另一流向则是以根系分泌物的形式释放到根际环境中，包括高分子量化合物酸性磷酸酶(APase)和低分子量化合物酚类、羧酸盐以及糖类等多种物质[12, 30−35]。WANG等[30]对拟南芥的研究表明：磷饥饿诱导根系分泌的APases可以释放到根际环境或滞留在根表面，通过水解有机磷，提高有效磷浓度。JUSZCZUK等[31]研究了长期磷酸盐饥饿对豆科Leguminosae植物根系酚类物质分泌量的影响，结果表明：缺磷植株根系酚类物质的分泌量是对照植株根系的5倍。HU等[32]也发现：儿茶酚、原儿茶酸、咖啡酸等酚类物质能够影响土壤磷有效性。与有机磷的矿化不同，根系释放的酚类物质主要通过与土壤中含磷矿物(如闭蓄态磷，O-P)结合，促进磷的解吸[35]。根系低分子量羧酸盐的分泌是植物磷吸收的重要策略，羧酸盐通过络合金属阳离子，并与磷竞争吸附位点的方式，从磷酸铁盐(Fe-P)、磷酸铝盐(Al-P)、闭蓄态磷素(O-P)等难溶性磷酸盐中释放有效磷[35]。ALMEIDA等[34]对3种禾本科Gramineae植物进行研究发现：磷饥饿均会诱导根系柠檬酸盐、异柠檬酸盐和苹果酸盐分泌的增加。TOUHAMI等[12]在禾本科和豆科植物的分泌物中则鉴定到更多种类，包括柠檬酸盐、苹果酸盐、丙二酸盐、乙酸盐、丙酮酸盐、乳酸盐、琥珀酸盐、富马酸盐和莽草酸盐。伴随着羧酸阴离子分泌的同时，根系也会释放氢离子(H+)对根际进行酸化[3]，与羧酸阴离子协同作用于土壤难溶性磷酸盐[35]，最终促进植物对磷素的吸收利用。此外，低磷导致植物体内APase、RNA酶(RNase)、磷酸烯醇式丙酮酸羧化酶(PEPC)、β-葡萄糖苷酶、ADPG焦磷酸化酶(AGPase)等内源酶促反应加剧[36−39]，改变植物磷养分和碳同化物质的“库—源—流”格局[20, 22, 39−40]，调控胁迫条件下根系系统发育[41]。根系主动或被动释放物质进入根际改变了根际土壤的物理、化学和生物学性质，使根际成为植物-微生物、微生物-微生物互作最活跃的热点区域[42]，但根系分泌物的种类、分泌量与物种、基因型及植物的营养状况密切相关[34]。
2. 植物磷素吸收的丛枝菌根真菌协调途径
菌根是自然界最重要的生物互作体系之一，丛枝菌根真菌占整个菌根群体的72%以上[43]。目前已经报道发现的丛枝菌根真菌接近300种[44]，其中球囊霉科Glomeraceae为优势丛枝菌根真菌[45]。丛枝菌根真菌通过增加根圈范围[46]、表达高亲和力磷转运蛋白[47]、提高土壤磷酸酶活性[48]、分泌有机酸和糖类物质[49−51]等多种方式直接或间接作用于土壤特征及微生物类群，与植物养分吸收利用关系密切。
从资源经济角度看，宿主植物为共生关系的主导者，向丛枝菌根真菌提供满足生存、生长的碳水化合物，作为交换，丛枝菌根真菌向寄主植物提供矿质养分(如磷)[14]，其资源交换强度随各自资源分配状态而调整[52]，从而实现共生关系的双向控制。同时，丛枝菌根真菌、宿主植物的遗传背景以及土壤磷有效性影响植物-丛枝菌根真菌相互作用的成本与收益[53−56]。
2.1 丛枝菌根真菌促进植物获取磷素的作用机制
菌根植物可以通过2种途径从土壤中获取磷素，即通过根表皮细胞和根毛进行吸收的直接途径以及通过丛枝菌根真菌菌丝进行吸收的菌丝途径，同时养分吸收的内部分工更加“社会化”[55−58]。由于植物体内外磷酸盐浓度差巨大，直接途径的养分吸收速度慢、碳资源投入大[55−59]，而丛枝菌根真菌菌丝体存在高亲和力磷酸盐转运系统，并具有诱导植物体内产生高亲和力磷转运蛋白的能力[47, 55−56]，是磷胁迫条件下植物磷素供应的主要途径[56, 60−61]。因此，菌丝途径的低碳成本以及吸收、转运的高效率使其成为植物获取和利用磷素的优势途径。
菌丝途径中，丛枝菌根真菌通过纤细的菌丝和广泛的分支网络改善宿主植物磷养分状态。外生菌丝在土壤中广泛生长，可延伸到离根表11.7 cm处，进入比根毛更小的土壤孔隙，增加吸收面积[46]。在扩大吸收范围的同时，丛枝菌根真菌菌丝体向菌丝际环境分泌多种有机物。TOLJANDER等[49]通过核磁共振光谱法分析了菌丝分泌液的组成物质，发现菌丝分泌物主要为甲酸、乙酸、葡萄糖和淀粉类似物；而LUTHFIANA等[62]在2种磷水平下收集了明根孢囊霉Rhizophagus clarus和异形根孢囊霉Rhizophagus irregularis的菌丝分泌液，发现除碳水化合物和大量有机酸外，还包括氨基酸、核酸、脂肪酸、植物激素等物质。外生菌丝的H+分泌在体外培养条件下被证实[63]，当H+分泌时，菌丝际土壤发生酸化，菌丝际环境pH降低。此外，接种丛枝菌根真菌能够显著提高土壤磷酸酶活性[48, 64−65]，与有机酸和其他菌丝分泌物共同作用影响菌根际、菌丝际过程，促进土壤有机磷矿化和难溶性磷酸盐(如Fe-P、Al-P、O-P)溶解，并表现出其他促进植物生长的作用[48−49, 65]。
菌根植物磷养分吸收的直接途径和菌丝途径相互作用[66]，形成了菌根植物的综合磷吸收系统[55]。目前，采用磷的放射性同位素示踪方法[56, 60]解释植物在菌丝途径和直接途径间的平衡选择。磷养分供应充足条件下，丛枝菌根真菌的定殖和生长发育程度较低，直接途径在菌根植物的磷素获取途径中占据优势；磷养分匮乏条件下，丛枝菌根真菌的定殖和生长发育被促进，菌根植物偏好于通过菌丝途径从土壤中获取磷素，但菌丝途径的磷素贡献受到丛枝菌根真菌发育程度、土壤有效磷条件以及物种差异性等因素的影响[55−57]。SAWERS等[15]发现：根外菌丝长度与植物磷摄取量相关，并影响菌丝途径的磷素贡献；ZHANG等[55]的研究发现：土壤无机磷供给水平显著影响菌丝途径对植物磷素吸收的贡献率，而地上部磷需求可能决定了植物对2种吸收途径的权衡选择。此外，也有研究表明：植物种类、基因型和丛枝菌根真菌种类的差异也会影响菌丝途径的磷素贡献率[56−57, 67]，导致不同丛枝菌根真菌-植物组合在植物磷吸收、生长方面的响应具有功能上的差异。
2.2 丛枝菌根真菌-植物共生体的养分交流
菌丝途径的磷养分吸收是以公平公正、互惠互利为原则的“贸易交换”过程[25, 68]。丛枝菌根真菌在宿主皮层细胞形成丛枝结构(丛枝周膜-真菌细胞壁-真菌细胞膜)的养分交换场所[57]，外生菌丝则以H+-ATP酶为驱动力在土壤界面吸收磷酸盐，经体内转化为多聚磷酸盐后，通过细胞质流动运输至共生界面并释放[24, 57, 69]。作为交换，宿主植物以糖、脂肪酸等形式向真菌提供植株4%~20%的净光合产量[54, 70]。
高共生质量的丛枝菌根真菌-植物共生关系会发生频繁的养分交换行为。丛枝菌根真菌与宿主植物的资源交换由宿主主导，植物通过选择性分配碳资源，主动选择合作伙伴，并以减少根系碳分配的方式对表现不佳的丛枝菌根真菌进行制裁[71−72]，而丛枝菌根真菌也会选择向提供更多碳水化合物的根系增加养分转移，进而实现稳定的合作关系[52]。
植物-丛枝菌根真菌共生关系的形成是共生体间养分交流的基础，在菌根植物系统性磷响应中，植物信号的释放影响植物-丛枝菌根真菌的合作关系，调控丛枝菌根真菌的发育。研究表明：独脚金内酯在磷缺乏下受到显著诱导，调控地上部生长发育过程的同时，作为根际信号，刺激丛枝菌根真菌的菌丝分支[73−75]。SHI等[76]发现：植物-丛枝菌根真菌共生关系的形成需要植物磷饥饿响应转录因子(PHRs)的参与，PHRs通过P1BS元件介导丛枝菌根真菌共生相关基因的表达，进而影响植物-丛枝菌根真菌的共生质量。此外，miR399在菌根植物叶片的表达增加，也被提出作为植物调节丛枝菌根真菌共生的信号分子，但高磷水平下过表达miR399无法恢复丛枝菌根真菌定殖[77]，可能还涉及其他机制[57]。
3. 植物磷素吸收的溶磷细菌协调途径
溶磷细菌作为土壤微生物的重要群体，约占土壤细菌总体的1%~50%[17]，多属于芽孢杆菌属Bacillus、假单胞菌属Pseudomonas和欧文氏菌属Erwinia，在土壤磷素的生物循环中发挥重要作用[13]。多数研究表明：溶磷细菌对磷酸铁盐(Fe-P)、磷酸铝盐(Al-P)或磷酸钙盐(Ca-P)和磷酸铅盐(Pb-P)等难溶性磷酸盐[78−81]具有良好的活化作用。由于其分布状态与群落结构存在显著的区域特异性、时空变异性和根际效应性[18, 82−85]，不同类群溶磷细菌的溶磷效能、种群分布及其在土壤磷素活化过程中的微生物互作机制可能因环境、宿主变化产生显著差异[85−89]。
3.1 溶磷细菌促进植物磷素获取的作用机制
酸解是难溶性磷酸盐(包括Fe-P、Al-P、Ca-P、Pb-P、O-P等)在土壤中溶解的主要方式。类似于植物和丛枝菌根真菌，细菌也能够分泌释放低分子量有机酸或伴随呼吸、铵根离子(NH4 +)同化释放H+，影响土壤pH[90−93]，而分泌物的种类、分泌量可能受到菌株类型、基因型的影响。SONG等[94]发现：洋葱伯克霍尔德菌株Burkholderia cepacia DA23释放的有机酸主要为葡萄糖酸；而吕俊等[95]发现：在马尾松Pinus massoniana根际土中分离得到的洋葱伯克霍尔德菌株则大量分泌柠檬酸、丙二酸等有机酸，表明细菌外分泌性有机酸种类存在差异，但有机酸的解离和H+的释放最终均会改变土壤磷素的有效性。
土壤有机磷的矿化与溶磷细菌外分泌性植酸酶、磷酸酶活性密切相关[96−99]，大约30%~40%的可培养土壤微生物产生植酸酶并利用植酸(如酵母菌将植酸作为唯一的利用磷源)[97−98]。不可培养的微生物中虽然也存在大量植酸酶，但受限于技术手段，目前研究较少[24]。溶磷细菌普遍具有分泌磷酸酶矿化土壤有机磷的能力。HNAMTE等[99]对休耕和耕种2种土壤分离鉴定得到的44株溶磷细菌，庄馥璐等[89]在苹果Malus pumila根际土壤中分离纯化得到的10株溶磷细菌，均能产生磷酸酶，但不同菌株生产磷酸酶能力呈现差异。此外，LIU等 [100]在水稻Oryza sativa根际土壤中分离得到的3种巨大芽孢杆菌Bacillus megaterium均能合成铁载体，螯合Fe3+，表现出解磷能力。因此，溶磷细菌在土壤磷素资源的活化过程中具有相当贡献，而不同菌株种类和基因型差异可能导致溶磷细菌的解磷机制存在差异。
3.2 溶磷细菌-植物互作过程
溶磷细菌作为土壤与植物根系间磷养分转化和转运的调节因子，受土壤环境因素影响的同时，与植物生长和生理代谢之间具有显著交互作用。包括植物根系在内的植物组织器官为土壤微生物提供能量，刺激其生长和代谢活动[101]，释放碳水化合物、有机酸以及酶等化合物，为土壤微生物群体提供碳源[102]。相反，溶磷细菌通过合成植物激素[99−100, 103]，刺激根系生长，增加根系与磷素的接触面积以及细菌与植物根际的接触几率[103−105]。KUDOYAROVA等[103]研究表明：溶磷菌株Paenibacillus illinoisensis IB 1087 和 Pseudomonas extremaustralis IB-Ki-13-1A可合成生长素(IAA)，刺激根系生长；LIU等[100]发现：溶磷细菌Bacillus megaterium DD-2、Bacillus aryabhattai DD-3和Bacillus subtilis DD-4 均能产生IAA与赤霉素(GA)，对植物的根系生长产生积极作用。溶磷细菌合成植物激素刺激根系生长的同时也会刺激根系分泌物的产生，从而为细菌的生长、生存提供更多碳源[104]。
接种溶磷细菌可显著改善植株光合作用，增加碳固定。PANHWAR等[106]发现：水稻接种Bacillus sp.可显著促进水稻光合作用；谯天敏等[107]在核桃Juglans sigllata上接种温哥华假单胞菌Pseudomonas vancouverensis PAN4，发现植株净光合速率和叶绿素含量均会增加，增幅随接种浓度增高而增大。此外，溶磷细菌能够抑制植株病原菌生长，降低病害发生。MENDES等[108]在甘蔗Saccharum officinarum中分离得到的洋葱伯克霍尔德菌株可以产生抗真菌的代谢物。ETMINANI等[109]发现：防御假单胞菌Pseudomonas protegens Pb78对植物病原菌Pseudomonas syringae pv. syringae Pss20 和 Pseudomonas tolaasii Pt18具有强烈的抑制作用。然而，植物与根际微生物的互作过程可能影响根部扩散屏障的形成，作用于根内生细菌群落和根际微生物群落组成[110]，从而影响植物中矿质养分的平衡[111]以及胁迫的耐受性[83]。
4. 植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌的协同作用
4.1 丛枝菌根真菌外生菌丝与溶磷细菌的相互作用
虽然溶磷细菌和丛枝菌根真菌协调植物养分获取的过程存在一定差异，但溶磷细菌和丛枝菌根真菌在调控植物对土壤磷素的吸收和利用过程中并不孤立[17]，存在积极的相互作用。丛枝菌根真菌缺少有机磷矿化相关基因，依赖溶磷细菌从有机复合物中释放磷素[112−113]，而溶磷细菌的种类及丰度影响土壤有机磷库的矿化进程，可能决定了丛枝菌根真菌对土壤有机磷库的磷素获取能力[24, 113−114]。与根际微生物群落不同，丛枝菌根真菌可能具有高效溶磷菌株筛选的潜力，菌丝际菌群更具独特性、功能性[51]。NUCCIO等[115]通过根室和菌丝室分隔的双室培养系统发现：厚壁菌门Firmicutes类群对何氏球囊霉Glomus hoi有积极响应，而放线菌门Actinobacteria和丛毛单胞菌科Comamonadaceae类群对何氏球囊霉呈消极反应；ANDRADE等[116]对球囊霉属Glomus丛枝菌根真菌的菌丝际菌群鉴定发现：菌丝际菌群以芽孢杆菌属和节杆菌属Arthrobacter为主，根际以假单胞菌属为主，且不同丛枝菌根真菌处理菌丝际群落的多样性和丰度也存在差异；而WANG等[117]发现：在异形根孢囊霉Rhizophagus irregularis菌丝定殖的产碱假单胞菌Pseudomonas alcaligenes能够表现出溶磷功能，可能反映了丛枝菌根真菌菌丝对土壤微生物类群招募的选择性和对资源获取的需求性。
丛枝菌根真菌为细菌的移动提供物理结构和生存资源。丛枝菌根真菌外生菌丝在土壤中形成广泛的菌丝网络，溶磷细菌可以沿着菌丝表面水膜游动[118]到达根系表面和不同土壤空间，进而改变根际细菌群落[119]。然而由于土壤空间资源有效性时空斑块的存在，细菌群落的建立往往受到资源限制。丛枝菌根真菌通过外生菌丝体分泌植物光合产物，吸引和富集有益微生物[117]。ZHANG等[120]发现：丛枝菌根真菌可以分泌果糖吸引溶磷细菌富集，刺激细菌生长。JIANG等[118]也发现：菌丝分泌物刺激溶磷细菌数目的增加，但也有研究[121]认为：低磷条件下，溶磷细菌活性不受丛枝菌根真菌分泌物的刺激，同时存在磷养分竞争关系。
4.2 丛枝菌根真菌与溶磷细菌对植物的影响
丛枝菌根真菌与溶磷细菌间的协同作用介导植物的生长表现[122−123]。在南方红豆杉Taxus chinensis var. mairei根系同时接种草木樨中华根瘤菌Sinorhizobium meliloti CHW10B与缩球囊霉Glomus constrictum可以改变根际微生物组的群落结构及丰度，促进南方红豆杉的生长[124]；在玉米Zea mays根系接种链霉菌Streptomyces sp. W94和异形根孢囊霉时，异形根孢囊霉根外菌丝体的发育被促进，从而促进植株的根系生长和磷的吸收[125]；同时，也有研究表明：在红三叶草Trifolium pratense 根系同时接种摩西斗管囊霉Funneliformis mosseae和假单胞菌Pseudomonas sp.时，两者的协同作用不仅对红三叶草的生长和养分吸收无积极影响，而且不利于丛枝菌根真菌侵染植物根系[126]。因此，丛枝菌根真菌与溶磷细菌间的协同作用对植物生长表现的影响具有高度的物种特异性，其中菌根的形成及其作用的发挥可能是影响植物生长表现的主要因素之一。
菌根辅助菌即对丛枝菌根真菌孢子萌发或菌丝生长发挥积极作用的菌丝际细菌[51, 127]，主要包括假单胞菌属、芽孢杆菌属、类芽孢杆菌属 Paenibacillus、红球菌属Rhodococcus和链霉菌属Streptomyces[123, 125, 127−130]，能够通过促进丛枝菌根真菌的定殖与发育影响植物性能表现，帮助丛枝菌根真菌与植物建立共生关系并将根际转变为菌根际。丛枝菌根真菌定殖过程中菌根辅助菌产生的IAA及其诱导的基因表达有助于菌根定殖期间的表型变化，进而促进定殖[131]，而丛枝菌根真菌的成功定殖也会诱导植物激素水平[132]和根系分泌物化学成分[128]的改变，从而引起根系形态、结构的改变，同时在分泌物的数量和质量上影响根际微生物种群，使植物可以通过调节不同过程，灵活地做出响应。
4.3 植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌间的信号交流
植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌协同互作进行物质交流以适应养分胁迫环境的同时，也产生一系列信号交流，调控植物和微生物相关基因的表达[74, 133]，进而可能推动微生物群落与植物的协同进化。植物、丛枝菌根真菌和溶磷细菌之间以丛枝菌根真菌为连接媒介，通过丛枝界面和菌丝际界面进行微调通信，菌丝际溶磷细菌影响植物-丛枝菌根真菌共生界面丛枝结构上碳-磷交换相关基因(MtPT4、MtHA1、STR)的表达水平[134]，菌丝际界面溶磷细菌分泌磷酸酶和葡萄糖酸，矿化有机磷，溶解难溶性无机磷[121, 135]，增加丛枝菌根真菌对有效磷的吸收和运输，进一步增强丛枝菌根真菌流向植物的磷通量以及植物向丛枝菌根真菌提供的碳通量。丛枝菌根真菌获得的碳，一部分用于丛枝菌根真菌自身生长发育，另一部分被丛枝菌根真菌外生菌丝转移到菌丝际环境招募溶磷细菌[117]，同时形成特定的菌丝际菌群[113]。WANG等[136]在不同气候区实地采样，并利用受控盆栽实验证明了菌丝际微生物组虽然受到环境因素的显著影响，但存在以α变形菌纲Alphaproteobacteria、放线菌门Actinobacteria和γ变形菌纲Gammaproteobacteria为主的核心成员，且相对丰度与磷酸酶活性显著相关。因此，菌丝分泌物因其独特性可能极大地塑造了特定菌丝际细菌的定殖和功能，可能是驱动溶磷细菌与丛枝菌根真菌之间选择的有效信号。同时，丛枝菌根真菌通过提供不稳定碳源增加细菌的数量和活性，其中果糖可能是丛枝菌根真菌-溶磷细菌界面的一种信号分子[121, 135]。溶磷细菌可以通过响应丛枝菌根真菌分泌的果糖调节蛋白质分泌系统，刺激磷酸酶基因的表达以及磷酸酶释放到生长介质中的速率[136]。也有研究表明[137]：溶磷细菌在响应丛枝菌根真菌分泌物的同时也会刺激菌丝表面磷转运蛋白基因的表达，进而促进磷的转运。
细菌利用自身的信号转导系统响应菌丝分泌物信号。双元信号系统(TCS)是细菌普遍存在且非常保守的感知和响应外界刺激的调节组分，也是重要的代谢调节系统[138]。DUAN等[139]分析了水拉恩氏菌Rahnella aquatilis TCS中参与碳传感和营养传感的16个基因以及参与调控无机、有机磷活化的8个基因的表达水平，发现TCS在识别菌丝分泌物和菌丝际营养信号中起关键作用，有效地调控菌丝际磷素活性。此外，ZHANG等[140]发现：丛枝菌根真菌可能通过刺激参与细菌三羧酸(TCA)循环中柠檬酸合成酶基因(glt A)的表达，影响溶磷细菌三磷酸腺苷的生成水平，进而影响溶磷细菌的代谢。然而，由于基因的遗传冗余、共生体系培养方式及原位分析技术手段的限制，植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌共生体系间的信号交流在很大程度上仍然未知。
5. 总结与展望
高效的磷养分循环是土壤、植物、微生物多界面互作的系统过程，磷养分胁迫下丛枝菌根真菌与溶磷细菌增强植物磷素获取能力的作用对植物生长和生产至关重要。根系作为植物吸收养分的主要器官，将地上和地下连为一体，控制着植物-土壤-微生物系统间的碳物质流动以在胁迫环境中招募丛枝菌根真菌、溶磷细菌定殖，并在土壤中形成以丛枝菌根真菌为纽带的“植物-根系-根际-丛枝菌根真菌-菌丝际-溶磷细菌”高度动态的根际生命共同体。菌丝际界面内丛枝菌根真菌与溶磷细菌的相互作用，提高了溶磷细菌矿化土壤有机磷和溶解难溶性无机磷的能力，促进了丛枝菌根真菌对土壤有效磷的吸收与转运，进而调控了植物对磷养分的获取、利用过程。现有研究探讨了受控条件下丛枝菌根真菌、溶磷细菌接种对植物生长发育表现的改善，多数研究局限于植物-丛枝菌根真菌、丛枝菌根真菌-溶磷细菌等单一性组合的作用结果，通常忽略了依赖于物种差异性、区域特异性以及时空变异性对植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌相互作用的功能产生的影响。
未来可以在以下几个方面进行深度研究：①丛枝菌根真菌在植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌互作体系中发挥关键作用，菌根属性是预测和理解生态系统磷养分循环的关键因素[141]。为深入了解菌根属性在植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌互作体系中的作用，破译互作体系作用机制，未来研究应在三者共生体系的基础上关注菌根形态、生理或物候特征与其功能属性的联系。②植物碳投入与收益间的平衡策略对深入理解植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌物质交换机制及其调控途径尤为重要，关注碳驱动下植物-根系-根际-丛枝菌根真菌-菌丝际-溶磷细菌体系的能量流动，分析、鉴定互作体系下植物、丛枝菌根真菌、溶磷细菌代谢物的组成及其潜在功能，对于丰富植物-根系-根际-土壤-微生物多界面互作增效，提高养分效率的相关理论基础具有重要意义。③在自然生态系统中大量的生物或非生物胁迫作用于植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌互作体系，进而影响其功能属性，使得田间条件下植物-丛枝菌根真菌-溶磷细菌互作增效作用机制持续成为一个重大的挑战。未来可深化土壤环境因素、土壤微生物竞争关系、生物菌剂施用对土壤微生物群落构建及其功能组装的影响研究，深入探讨人工合成菌群互作机制等途径，系统剖析可持续农林业生产的根际工程。
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表 1 多花指甲兰表型性状
Table 1. Phenotype of the A. rosea
植株
序号株高/
cm最大叶
长/cm最大叶
宽/cm花序
长/cm中萼片
长/cm中萼片
宽/cm侧萼片
长/cm侧萼片
宽/cm花瓣
长/cm花瓣
宽/cm唇瓣横
径/cm唇瓣纵
径/cm花序梗
粗/cm花朵横
径/cm花朵纵
径/cm花朵
数/个叶片
数/个1 43.0 21.0 4.0 27.6 1.1 0.5 1.3 0.7 2.6 1.5 1.2 1.1 0.5 3.5 3.5 67 13 2 33.0 22.0 3.0 20.0 1.2 0.5 1.1 0.6 2.5 1.2 1.2 1.6 0.6 2.7 4.0 46 12 3 32.0 19.5 3.0 23.0 1.0 0.7 1.1 0.5 3.0 2.1 1.3 1.5 0.4 3.0 3.3 58 10 4 26.0 27.9 3.7 14.6 0.8 0.8 0.8 0.6 3.0 1.7 1.3 1.6 0.6 2.5 3.0 19 13 5 29.0 23.5 4.3 14.1 0.7 0.8 0.8 0.4 3.1 1.8 1.2 1.4 0.3 3.0 3.8 26 12 6 27.0 15.8 3.1 14.3 0.8 0.6 1.2 0.5 3.0 1.3 1.6 1.5 0.2 3.4 3.5 26 10 7 28.0 16.5 2.6 14.7 0.6 0.6 1.3 0.7 2.0 2.1 1.6 1.5 0.2 3.6 3.0 19 7 8 21.5 20.0 4.0 14.6 1.0 0.6 0.7 0.4 1.6 1.7 1.1 1.5 0.3 2.8 2.7 31 11 9 23.5 21.0 2.9 13.0 1.2 0.5 0.8 0.7 2.7 2.0 1.3 1.6 0.3 2.8 3.0 25 11 10 25.5 22.0 2.5 14.7 0.8 0.8 1.2 0.6 2.7 2.1 1.1 1.4 0.2 3.0 3.0 20 12 平均值 27.31 20.92 3.31 17.06 0.92 0.65 1.04 0.58 2.62 1.75 1.29 1.47 0.35 3.03 3.28 33.70 11.13 标准误 2.31 1.08 0.20 1.53 0.06 0.04 0.07 0.04 0.48 0.11 0.06 0.04 0.05 0.11 0.13 5.45 0.69 
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表 2 花粉活力与柱头可授性检测
Table 2. Test of pollen viability and stigma acceptability
发育阶段 花粉活力/% 柱头可授性 花蕾Ⅰ期 14.92±0.69 f +/− 花蕾Ⅱ期 24.17±0.71 d +/− 初花Ⅰ期 33.72±9.92 c + 初花Ⅱ期 45.99±1.45 b ++ 盛花期 74.57±1.14 a ++ 末花期 20.92±0.83 e − 凋谢期 8.55±0.32 g − 说明：数值为平均值±标准误。不同的小写字母表示差异显著(P＜0.01)。−表示柱头不具可授性，+/−表示部分柱头具可授性，+表示柱头具可授性，++表示柱头可授性较强。
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表 3 不同处理下结实率
Table 3. Percentage of fertile fruit in different pollination treatments
处理方式 处理花/朵 结实数/朵 结实率/% 不去雄不套袋不授粉 22 0 0.00±0.00 b 不去雄套袋不授粉 30 0 0.00±0.00 b 去雄不授粉 30 0 0.00±0.00 b 人工自花授粉 21 18 85.71±0.12 a 人工同株异花授粉 25 22 88.00±0.08 a 人工异株授粉 25 21 84.00±0.32 a 说明：结实率为平均值±标准误。不同小写字母表示不同方法处理下结实率之间差异显著(P＜0.05)。
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