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乙烯响应因子(ERF)是AP2/ERF(apetala2/ethylene response factor)大家族中的1个亚族，最早从烟草Nicotiana tabacum中分离发现，都含有1个AP2结构域。ERF受乙烯诱导表达，并且具有与生物胁迫抗性基因启动子结合的能力[1]。随着研究深入，ERF结构中各类基序的作用被广泛关注，其中AP2结构域作为DNA结合域更是受到深入研究。在各类植物生长代谢与非生物胁迫响应等方面，ERF也受到农林研究者的重视。除乙烯外，其他信号分子及表达调控机制也影响着ERF的行使功能。本研究以ERF的结构特征、生物学功能以及有关的调控机制为主题，对近年有关ERF的研究进行综述，以期为ERF表达调控和功能研究提供思路。
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ERF含有1个AP2结构域，AP2结构域是ERF的DNA结合域，是其行使转录调控的关键。NAKANO等[2]根据系统发育关系、外显子-内含子结构和蛋白质基序分别将拟南芥Arabidopsis thaliana和水稻Oryza sativa中的ERF分为12组和15组。这种分类方式适用多种植物，如苜蓿Medicago sativa[3]、二穗短柄草Brachypodium distachyon[4]、人参Panax ginseng[5]等。同组的ERF因为有着相似的结构和保守基序，通常具有相似的性质[2]。
AP2结构域最早发现于拟南芥AP2基因中，由大约60个氨基酸组成[1, 6]。AP2结构域的N端存在1个碱性亲水区，含有3个反平行的β-折叠，这3个β-折叠在识别顺式作用元件中具有重要作用，C端有1个两亲性的α-螺旋，可能参与其他转录因子或DNA的相互作用[7]。ERF根据AP2结构域上特定位置的不同，氨基酸残基可分为ERF与DREB，由于残基的不同，ERF和DREB对启动子的亲和性和识别特异性会有差异[8]。ERF和DREB通常结合的顺式元件分别是GCC(核心序列为GCCGCC)和DRE/CRT(dehydration-responsive element/C-repeat，核心序列为CCGAC)[9]。除这两者外，ERF还可以结合其他的基序，例如刚毛柽柳Tamarix hispida的ThCRF1可与GCC、DRE、TTG1和TTG2基序结合[10]。ERF与基序结合的特异性似乎受到某种机制的调控，根据接收到的信号改变对基序的结合倾向，例如拟南芥中ERF1在茉莉酸诱导下与茉莉酸响应基因启动子上的GCC基序结合，但受到非生物胁迫时，ERF1优先与胁迫抗性基因启动子上的DRE基序结合[11]。
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ERF在AP2域外含有一些保守的氨基酸基序。有些基序在ERF参与转录调控时起到重要作用，当基序缺失或突变时会导致功能的改变或缺失。比如EAR(ERF-associated amphiphilic repression)类基序，这类基序有2种保守序列，分别为LxLxLx和DLNxxP[12]。EAR基序可直接影响ERF转录调控的功能，例如拟南芥中ERF4有2种亚型，其中ERF4-R(含有EAR基序)能抑制基因表达，而ERF4-A(不含EAR基序)能上调基因表达[13]。有的基序具有激活结构域的功能，比如EDLL基序具有激活转录的功能，因保守的谷氨酸(E)、天冬氨酸(D)和亮氨酸(L)残基而得名，属于酸性的激活结构域[14]。基序还有其他功能，如拟南芥ESR1中的ESR基序是激活结构域，当用VP16替换ESR基序时，ESR1丧失了促进芽再生的能力[15]。ERF功能基序可以通过基因编辑的方式添加至目标ERF基因中，修饰后ERF的功能根据基序的类别发生改变，例如将以EAR基序为基础改造的SRDX序列添加至ERF中，使修饰后的ERF具有转录抑制的功能[16]。
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ERF的生物学功能涉及范围非常广，胁迫和生长发育都有它的参与。ERF的功能主要由直接调控目标基因实现，也有一些是通过调控其他转录因子实现(表1)。
表 1 ERF的功能
Table 1. Function of ERF
植物 ERFs 目的基因及调控方式 目的基因说明 效果 拟南芥 ERF4 CAT3 过氧化氢酶，ROS清除酶系统之一 根据ERF4形态不同，调控的效果不同[13] 拟南芥 ERF96 上调PDF1.2a、PR-3/4和ORA59 生物胁迫抵御基因，ORA59为转录
因子增强植物对病原体抗性[17] 拟南芥 ERF74 上调RbohD 呼吸暴发氧化酶，增加活性氧的产量 启动胁迫初期活性氧暴发，增强信号传导[18] 拟南芥 Ⅸb组ERF 上调CYP81F2 杀菌剂吲哚类硫苷合成关键酶 增加吲哚类硫苷合成，减少植物间真菌传播[19] 拟南芥 WRI4 上调LACS1、KCR1、PAS2、ECR和WSD 参与表皮蜡质合成 增加蜡质合成，保护植物受逆境伤害[20] 拟南芥 RAP2.2和RAP2.12 上调LBD41和PCO1 低氧响应蛋白质 受低氧胁迫诱导，保持低氧应答基因在低氧环境下的稳定[21] 拟南芥 AtERF72 下调IRT1、HA2和上调CLH1 IRT1、HA2铁吸收，CLH1叶绿素降解 受缺铁环境诱导，起到负调控效果[22] 苹果 MdERF2 上调MdACS3a 果实成熟过程中乙烯合成关键酶基因 进一步促进乙烯生成[23] 苹果 MdERF4 下调MdERF3 转录因子，响应盐胁迫并提高盐胁迫抗性 削弱植物对盐胁迫抗性[24] 水稻 OsERF71 上调OsXIP 抑制微生物来源的木聚糖酶 增强植物抗性[25] 芜菁 BrERF72 上调BrLOX4、BrAOC3和BrOPR3 参与茉莉酸合成 加速叶片衰老[26] 番茄 JRE4 上调DWF5和GAME4 甾醇还原酶和配糖生物碱代谢相关 促进糖苷生物碱的合成[27] 番茄 ERF68 上调COPA、Sw-5a、AOS和
下调CAB参与细胞程序性死亡 促进细胞程序性死亡，防止病原体扩散[28] 月季 RhERF1和RhERF4 下调RhBGLA1 β-半乳糖苷酶，加速花瓣脱落 防止花瓣脱落[29] 罂粟 PsAP2 上调AOX1a 抗氧化酶之一 增强植株的ROS清除能力[30] 碧冬茄 PhERF2 上调ADH1-2 乙醇脱氢酶 提高植物对水淹抗性[31] 山葡萄 VaERF092 上调VaWRKY33 转录因子，调控胁迫相关基因 增强植物对低温的抗性[32] 小果野蕉 MaERF10 下调MaLOX7/8、MaAOC3和MaOPR4 参与茉莉酸合成 抑制茉莉酸信号，增强冷害[33] 小果野蕉 MaDEAR1 下调MaEXP1/3、MaPG1、MaXTH10、MaPL3和MaPME3 修饰细胞壁，与果实软化有关的基因 防止果实过早软化[34] 甜橙 CitERF13 上调CitPPH和CitNYC 参与叶绿素降解 加速果实褪绿[35] 甜橙和椪柑 CitERF6 上调CitPPH 参与叶绿素降解 加速果实褪绿[35] 桃子 PpeERF2 下调PpeNCED2/3和PpePG1 ABA合成与细胞壁降解 防止果实过快软化[36] 番木瓜 CpERF9 下调CpPME1/2和CpPG5 细胞壁降解 防止果实过早软化[37] 枇杷 EjERF39 Ej4CL1 木质素合成基因 促进果实木质化[38] 说明：苹果Malus domestica、芜菁Brassica rapa、月季Rosa chinensis、罂粟Papaver somniferum、碧冬茄Petunia×hybrida、山葡萄 Vitis amurensis、小果野蕉Musa acuminata、甜橙Citrus sinensis、椪柑Citrus reticulata、桃Amygdalus persica、番木瓜Carica papaya、枇杷Eriobotrya japonica -
ERF在植物受到胁迫时通过调控胁迫响应的相关基因以应对各种胁迫。生物胁迫中，ERF抵御真菌病原体最直接的方式是上调有关防卫基因，如拟南芥中ERF96上调PDF和PR这类病理相关基因[17]；拟南芥中Ⅸb组ERF可以上调CYP81F2促进杀菌剂吲哚类硫苷合成[19]。还有通过促进程序性死亡以防止病原体的扩散，如番茄Solanum lycopersicum中ERF68可以上调有关细胞程序性死亡的基因促进细胞死亡[28]。非生物胁迫下ERF通过调控各种非生物胁迫抗性相关基因表达，提高植物抗逆性。碧冬茄中PhERF2在植株受水淹的情况下上调ADH1-2乙醇脱氢酶的表达，提高植株对水淹的抗性[31]。枇杷的EjERF39受低温诱导，上调木质素合成基因Ej4CL1，促进果实木质化，减轻冷害[38]。ERF可以通过调控转录因子来增强植物抗性，例如山葡萄中VaERF092受低温胁迫诱导并通过增强VaWRKY33表达，从而间接增强植株对低温的抗性[32]。ERF还可以通过调控渗透调节物质以增强植物的抗性，例如小豆Vigna angularis中VaERF3在盐碱胁迫中及水稻OsERF71在干旱胁迫中都可以诱导脯氨酸的积累，分别提高相应的胁迫抗性[39-40]。
ERF可能在逆境条件下负调控植物抗性，这会加剧植物所受的伤害。ERF可以通过直接抑制相关抗性基因的表达降低植物的抗性。拟南芥AtERF72会受缺铁环境诱导并抑制参与铁吸收的IRT1和HA2的表达，进一步抑制铁吸收[22]。白桦Betula platyphylla中BpERF11受盐胁迫和干旱胁迫诱导表达，抑制LEA和脱水蛋白基因的表达，并加剧干旱胁迫导致的伤害[41]。ERF还能通过抑制相关转录因子的表达以起到间接负调控。苹果中MdERF4抑制具有盐胁迫抗性的MdERF3表达，从而削弱了植物对盐胁迫的抗性[24]。还有ERF通过抑制植物激素或信号分子以负调控胁迫的响应基因。小果野蕉中MaERF10受低温胁迫诱导，与TIFY蛋白MaJAZ3互作通过抑制茉莉酸合成基因的表达以抑制茉莉酸信号途径，从而使果实表现出明显的冷害[33]。CaDRAT1在辣椒Capsicum annuum受到干旱胁迫时，通过抑制脱落酸(abscisic acid，ABA)合成基因的表达从而抑制了依靠ABA信号的干旱响应基因的表达[42]。
ERF负调控胁迫下的植物抗性或许是为维持其他系统的稳定。番茄SlERF84可以增强干旱和盐胁迫抗性，但会削弱生物胁迫抗性，原因可能是SlERF84通过增强活性氧(reactive oxygen species，ROS)清除能力以减缓细胞死亡，从而削弱植物对病原体的抗性[43]。苹果中MdERF4对MdERF3的调控可能是盐胁迫下维持乙烯在植物体内稳态的反馈调节机制[24]。番薯Ipomoea batatas中IbERF4抑制非生物胁迫响应基因表达，这或许是因为IbERF4主要参与调控开花和叶片衰老而导致的[44]。
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果实成熟的标志包括褪绿和变软。ERF可以通过调控相关基因促进叶绿素的降解，比如甜橙和椪柑中CitERF6上调果实中参与叶绿素降解的CitPPH，从而促进果实褪绿[45]；甜橙CitERF13可以直接上调CitPPH和CitNYC加速果实褪绿[35]。一般果实在成熟后会发生软化的现象，软化会影响果实的货架期寿命以及运输，ERF能通过调控相关基因调节软化的过程，比如桃子中PpeERF2通过抑制PpeNCED2、PpeNCED3(参与ABA合成)和PpePG1(参与细胞壁降解)的表达，以防止果实过早软化[36]；同样还有番木瓜中CpERF9和小果野蕉MaDEAR1，都是通过抑制相关细胞壁降解的基因表达，防止果实过早软化[34, 37]。
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花或叶的衰老和脱落是植物的生理现象，但衰老和脱落并非为一种过程。衰老背后的本质是细胞的程序式死亡。以拟南芥为例，拟南芥WRKY53被视为叶片衰老的核心转录因子，ESP/ESR负调控WRKY53，AtERF4和AtERF8可以直接抑制ESP/ESR的表达从而间接加速叶的衰老[46]。拟南芥中过氧化氢(H2O2)正向增强WRKY53的表达，ERF4的2种亚型直接调控CAT3的表达以控制H2O2的量从而间接调控衰老进程[13]。ERF还可以通过调节其他信号分子及其信号转导来调节花或叶的衰老。芜菁中BrERF72由茉莉酮酸甲酯诱导并上调茉莉酸合成基因表达从而通过茉莉酸信号途径加速叶片衰老[26]。KHASKHELI等[47]在月季花中筛选出可以上调细胞分裂素含量的基因RhERF113，在沉默其表达后，花加速衰老，而在补充外源细胞分裂素后可以使衰老速度恢复到正常水平。脱落是另一种过程，脱落器官在基部的离区细胞受乙烯等激素信号的诱导完成脱落。在乙烯信号传导过程中有一类名为EDF(ethylene response DNA-binding factors)的蛋白质位于EIN3的下游[48]，EDF在植物开花期间促进花的衰老和脱落。一种名为FUF1的ERF可抑制EDF的表达从而达到延长花期的效果[49]。此外，月季的β-半乳糖苷酶基因RhBGLA1会加速花瓣的脱落，而RhERF1和RhERF4可以抑制此基因的表达，防止花瓣脱落[29]。
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ERF受各类信号分子的诱导从而表达并行使相应的功能(图1)，这些信号分子通过在植物体内的信号转导，逐级将体内和体外的环境信息传递，最终完成对ERF的表达调控。
图 1 ERF与信号分子的调控关系
Figure 1. Regulatory relationship between ERF and signal molecules
作为ERF的命名来源，乙烯对ERF的调控关系最先被发现[1]。乙烯经过信号转导，诱导ERF在植物体内调控胁迫防御及生长发育等生理过程。以拟南芥为例，乙烯与位于内质网膜上的各类乙烯受体结合，使与受体关联的激酶CTR1失活，无法磷酸化EIN2的C端[50]。未被磷酸化的EIN2从而进入细胞核，使转录因子EIN3能稳定存在并发挥作用[51]，随即EIN3激活包括ERF1等转录因子的转录，这些转录因子调控其他的乙烯响应基因以完成乙烯信号响应。除ERF1外还有许多受乙烯信号诱导的ERF，如枸杞Lycium chinense中的LchERF受乙烯诱导增强植株盐胁迫抗性[52]，拟南芥中AtERF4受乙烯诱导降低了对乙烯的敏感性[53]。
ABA在植物对抗非生物胁迫时能通过诱导相关的ERF增强抗性。比如番茄ERF5基因的转录受外源ABA诱导并能增强植物对干旱和盐胁迫的抗性[54]。ABA与乙烯2种信号在部分情况下也存在拮抗作用，例如拟南芥中ABA信号能激活下游ERF基因ABI4，而乙烯信号通过EIN3能够抑制ABI4的表达，两者的拮抗作用影响抗坏血酸与ROS的含量[55]。ERF也可以反过来调控ABA信号传导。拟南芥AtERF4受ABA诱导并抑制ABA的信号传导，ABA响应基因明显下调[53]。
ERF和其他植物激素也有调控关系，这其中发现较多的是茉莉酸信号与ERF之间的调控，茉莉酸信号对ERF的调控主要表现在抗逆性和生长代谢等方面。例如在抵御胁迫时水稻OsERF71和拟南芥ERF96都可由茉莉酸信号诱导表达，提高植物对生物胁迫的抗性[17, 25]。在植物生长代谢方面，茉莉酸信号可由ERF进一步促进茉莉酸的信号传导，如芜菁BrERF72可由茉莉酮酸甲酯诱导并上调参与茉莉酸合成相关基因从而加速叶片衰老[26]。茉莉酸信号通过ERF还能调控其他代谢相关的产物生成，例如番茄JRE4受茉莉酸诱导上调，JRE4直接上调甾醇还原酶和配糖生物碱代谢相关基因促进糖苷生物碱的合成[27]。生长素信号诱导ERF参与了脱落有关的调控，月季花瓣离层RhERF4受生长素诱导且抑制下游RhBGLA1的转录，从而抑制了离层果胶的降解，延缓花瓣脱落[29]。水杨酸是重要的植物防御激素，它本身能诱导ERF的表达，例如水稻的OsERF96和山海关杨Populus deltoides‘Shanhaiguan’的PdERF-18[56-57]。
ROS在ERF接收胁迫信号过程中具有重要作用。胁迫初期位于细胞膜上的蛋白质感应到胁迫信息，需要次级信使将胁迫信息传至内部。ROS作为次级信使之一能够将细胞内的信号快速传递至细胞核，激活一系列蛋白激酶(protein kinases，PKs)或蛋白磷酸酶(protein phosphatases，PPs)，而PKs和PPs可以触发对转录因子磷酸化或脱磷酸化级联反应[58-59]。例如拟南芥中ROS会触发MPK6，随后MPK6磷酸化ERF6，最后ERF6调控下游相关ROS响应基因[60]。除此之外，还有水稻中受ROS诱导的SERF1，通过MAPK5磷酸化后激活，提高水稻的盐胁迫抗性[61]。
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在ERF基因转录后，目前有选择性剪接和miRNA为主的2种调控方式。选择性剪接在参与非生物胁迫的DREB中较为常见，如水稻的OsDREB2A/2B[62]和玉米Zea mays的ZmDREB2A[63]，只有在胁迫下才会产生具有功能的有效转录本。选择性剪接还可导致功能转变，例如拟南芥中，ERF4-A和ERF4-R的存在比率由RNA结合蛋白FPA控制，当叶片开始衰老时，ERF4-R的存在比率比未衰老时高，从而抑制抗氧化酶的表达以促进叶片的衰老[13]。miRNA作为一类非编码RNA，主要通过降解mRNA或是沉默目标基因的翻译以抑制目标基因的表达。如miRNA172通过抑制AP2/ERF蛋白的翻译从而对调控生殖器官的发育以及抑制干细胞增殖起到了关键的作用[64]。选择性剪接和miRNA都是针对mRNA的修饰方式，选择性剪接使ERF可以产生多种转录本，丰富了ERF功能的多样性。miRNA对mRNA进行直接修饰可以特异性负调控ERF，明晰miRNA对ERF的表达调控机制可以促进miRNA技术在ERF功能上的应用。
有一些调控机制可以降解或激活已翻译成蛋白质的ERF。泛素化是降解ERF的调控方式之一，例如拟南芥中，响应干旱胁迫的AtERF53在非胁迫情况下会被带有RING结构域的E3泛素连接酶RGLG2泛素化，使其被26s蛋白酶分解[65]。Ⅶ组的ERF被独特的N端规则所调节，这些ERF的N端在正常生长环境下会被植物半胱氨酸氧化酶Pco1/2修饰，随后被N端识别蛋白ATE1/2和PRT6识别并降解。其中半胱氨酸受氧气(O2)与一氧化氮(NO)氧化，而非生物胁迫能抑制NO的积累。在植物处于缺氧状态或是胁迫的情况下，Ⅶ组的ERF才得以稳定存在，从而激活胁迫相关的应答基因[66-67]。不同于前两者，磷酸化是一种激活ERF的机制，对ERF是重要的调控途径。不同激酶磷酸化通常会导致ERF的功能发生变化，包括活性的变化和细胞器的定位等。WANG等[60]研究发现：拟南芥ERF6上的磷酸化位点可以被MPK6特异性识别并进行磷酸化，磷酸化后的ERF6转录因子对其下游基因具有更强的激活活性。尽管野大豆Glycine soja的GsERF7本身含有核定位信号基序，但只有被GsSnRK1磷酸化之后才会从细胞质被重新定位至细胞核，从而发挥转录调控功能[68]。
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ERF有些功能是通过调控植物中的信号分子完成的，比如ERF通过调控植物激素合成途径中的关键酶基因以控制植物激素信号通路。ERF通过调控乙烯合成关键基因的表达，从而调节乙烯的生物合成和信号传导，例如苹果果实中的MdERF3受乙烯诱导且能上调MdACS1的表达，从而加速乙烯的合成[23]。ERF还可以抑制乙烯合成关键酶基因的表达，以控制乙烯的生成，例如HAN等[69]在小果野蕉果实中发现MaERF11能够有效抑制MaACO1的转录从而抑制乙烯的合成。除此之外，ERF也可以参与果实成熟过程中乙烯合成模式的转换。例如苹果果实成熟初期，MdERF2通过抑制酶活性较高的MdACS1的表达，并上调酶活性较低MdACS3a的表达，来限制乙烯在果实中的积累以放慢苹果的成熟速度[23, 70]。
ERF也可以通过调控ABA合成相关基因从源头调控ABA的信号，例如烟草中JERF1直接上调ABA合成相关基因NtSDR以增加ABA的含量，增强烟草对盐胁迫和低温胁迫的抗性[71]。ERF还可抑制ABA信号，例如拟南芥AtERF4过表达株系的种子经ABA处理后，相比于野生型种子，ABA信号转导下游基因表达量明显下降[53]，这说明AtERF4是通过抑制ABA的信号传导调控了ABA的信号。桃子PpeERF2可以直接抑制ABA合成相关基因PpeNCED2、PpeNCED3的表达以抑制ABA的合成[72]。其他植物激素如茉莉酸和水杨酸等也受到ERF的调控，例如芜菁BrERF72上调参与茉莉酸合成相关基因从而加速叶片衰老[26]，苹果MdERF11通过促进水杨酸的合成以增强植株对生物胁迫的抗性[73]。
ERF可以通过调控呼吸暴发氧化酶同系物(respiratory burst oxidase homolog，Rboh)家族基因，加速ROS生成，从而促进胁迫信号传递，完成早期胁迫响应。比如拟南芥中的AtERF73/74在胁迫初期能调控Rboh家族基因，Rboh催化H2O2生成，H2O2将胁迫信号继续传递[18, 74]。信号传递后过量的ROS会对植物产生氧化伤害，ERF通过加强ROS清除系统以清除过量的ROS。例如SUN等[75]将山葡萄中受低温胁迫诱导的VaERF080/087转入拟南芥，转基因植株较野生型在低温胁迫下活性氧清除酶具有更高活性，也表现出更好的低温抗性。拟南芥ERF4-A可以上调CAT3的表达从而减缓细胞死亡[13]。植物激素可以通过ERF调节抗氧化系统以控制ROS，例如罂粟中PsAP2可由乙烯、茉莉酸和ABA诱导并通过上调AOX1a增强植株的抗氧化能力[30]。
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ERF与蛋白质协作互作可以介入到多种反应。通过与相应的蛋白质协作能大幅提高转录激活能力。比如GmERF5与GmbHLH、GmEIF互作，可提高大豆Glycine max对病原体的抗性[76]，OsERF3和WOX11互作调控细胞分裂素响应基因RR2以调节水稻的根冠发育[77]，EjERF39和EjMYB8互作调控木质素合成基因以增强枇杷果实低温抗性[38]。具有转录抑制功能的ERF通过招募辅抑制因子以起到加强抑制的作用，例如在小果野蕉果实中，MaERF11可以抑制果实成熟相关基因的表达并可招募组蛋白去乙酰化酶MaHDA1增强抑制效果[69]。ERF通过与其他转录因子之间发生互作以竞争与目标启动子结合的机会，例如苹果MdERF2通过其N端与MdERF3的DNA结合域结合，从而使MdERF3无法与目标基因启动子结合[23]。
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ERF是植物特有的转录因子，其AP2结构域作为DNA结合域受到大量关注，但在AP2结构域外尚有很多基序是未知的，且这些基序能否应用在基因工程中也需要进一步研究。ERF的功能受到很多农林领域研究者的关注，但对于ERF这个大家族来说，得到明确功能注释的仅有少数，且主要出自少数模式作物，后期研究应对其他植物中ERF进行大量的功能验证。园艺领域研究者对ERF调控果实成熟和花叶的衰老与脱落的关注较多，未来可以对园艺植物在切花或果实保鲜和花果期调控等课题深入研究。ERF既受信号分子调控，又调控信号分子的生成和传导。目前有大量关于ERF与各类信号分子之间调控的研究，但大多数并未涉及到信号交叉或完整的调控网络，或许未来研究者可以关注在信号调控网络中ERF所发挥的节点作用。植物中一些因子对ERF调控使ERF适宜地发挥作用，这些调控机制有助于理解ERF发挥功能的过程，但很少得到具体应用。目前来看，应用miRNA具有一定的可行性，或许未来应更深入miRNA调控ERF的研究。ERF与蛋白质相互作用类型广泛，具有结构域的特异性，但这方面的机理研究还有很多空缺，未来有关ERF-蛋白质特异性结合的机理应该得到深入研究。
A review of the structure, function and expression regulation of ethylene response factors (ERF) in plant
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摘要: 乙烯响应因子(ERF)是植物中AP2/ERF转录因子超家族中的一部分，其结构特征为含有1个AP2结构域，在AP2域外还含有功能各异的基序。ERF在胁迫下通常正向调控植物的抗性，但也会因为一些原因负调控植物的抗性。ERF通过调节果实的色素变化及软化等调控果实成熟过程，通过调控衰老和脱落进程以控制花叶的寿命。ERF受信号分子调控启动转录，之后受其他机制调控完成表达。ERF可以通过调控信号分子对下游基因进行大范围的调控。多种ERF与蛋白质之间互作的机制丰富了ERF调控下游基因的方式。本研究综述了ERF的结构特征、生物学功能及表达调控机制。图1表1参77Abstract: As part of the AP2/ERF superfamily, ethylene response factors (ERF) enjoys a structure featured with an AP2 domain and conserved motifs with different functions outside the AP2 domain. With previous reseaches, ERF positively regulates plant resistance under stress, but it can also negatively regulate plant resistance for certain reasons. ERF regulates fruit ripening by regulating the changes of pigment and softening and controls the longevity of flowers and leaves by regulating the process of senescence and abscission. ERF is regulated by signal molecules to start transcription, and then regulated by other mechanisms to complete the expression. ERF can achieve a wide-range regulation of the downstream genes by regulating signal molecules. The interaction between ERF and protein enriches the way in which ERF regulates downstream genes. And this study, based on what has been previously researched, is aimed to conduct a review of the structural characteristics, biological functions and expression regulation mechanism of ERF so as to provide a reference for future studies on ERF. [Ch, 1 fig. 1 tab. 77 ref.]
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同一块土地连续种植同一作物或近缘作物，即使在正常的栽培管理状况下，也会出现植株长势变弱、病虫害严重、作物产量降低、品质下降等的现象为连作障碍[1]，很多作物都存在这一现象[2−5]。目前，中国连作危害程度高的地块面积超过10%，当季作物损失占20%~80%，严重的甚至几乎绝产。连作障碍每年造成数百亿元的经济损失，同时还降低了农作物的安全性[6]。作物轮作、间作、套作等增加生物多样性的方法是解决连作障碍的有效措施，但都仅是短期内的改善，且操作上存在诸多不便，推广应用不理想。中国土地利用指数高、经营强度大，同一地区集中连作1~2种植物是当下农业生产的主要模式[7]。因此，目前提出的解决连作障碍的技术与方法，难以从本质上解决连作障碍问题[8]。以“作物连作障碍”为关键词，统计1989—2018年的结果表明：突现度(某变量出现频次在较短时间内突然增加)排名前二位的分别是黄豆Glycine max (35.3094)、马铃薯Solanum tuberosum(28.9866)[9]，说明这2种植物连作障碍问题严重。而禾本科植物连作障碍的研究报道极少，说明实际生产中禾本科Poaceae植物很少出现连作障碍。禾本科作物还常常作为连作障碍首选的间作或轮作对象，如对枸杞Lycium chinense与禾草间作研究发现：土壤理化性质、土壤酶活性、枸杞生长速率和产量以及禾草生物量等指标均表现为间作高于枸杞单独连作，间作对枸杞分枝的促进作用尤为显著[10]。胡麻Linum usitatissimum与小麦Triticum aestivum轮作可减弱土壤水提液对胡麻种子萌发以及生长的自毒作用，利于胡麻的生长[11]。可见，不同植物耐受连作障碍的能力不同。
土壤酶是大部分物质转化过程的执行者[12]，土壤酶活性是衡量土壤肥力的重要指标之一[13]。在植物生长过程中，根系不断分泌代谢产物到根际土壤，对土壤微生物活动产生显著影响，从而影响土壤酶活性，由此改变了根际环境土壤的理化性质，特别是各种养分的生物有效性以及养分的转化速率[14]。随着连作时间的延长，植株细胞膜的通透性增加，养分物质运输功能下降，引发自毒作用，作物的正常生长也受到影响[15]，虽然对连作障碍这一农业生产老大难问题已经开展了大量研究[9]，但同时比较多科植物连作过程中生物化学变化的研究未见报道。为此，本研究通过比较多科植物连作过程中土壤酶活性的差异变化，假设植物遗传特性是耐连作障碍的重要因子，为耐连作障碍的发生机制研究提供证据。
1. 材料与方法
1.1 材料
以浙江农林大学实习基地的森林土壤和育苗基质1∶1的体积比混合均匀后为盆栽本底土，该土结构疏松、质地优良，具有良好的保水保肥效果。森林土壤基本理化性质：pH 5.21，速效钾为193.33 mg·kg−1，碱解氮为51.17 mg·kg−1，有效磷为6.00 mg·kg−1，全氮为1.33 g·kg−1，全碳为28.50 g·kg−1。育苗基质基本理化性质：有机质质量分数大于45%，pH 5.50~7.00，含少量的氮磷钾物质。混合后的土pH 5.42。植物包括：豆科Fabaceae花生Arachis hypogaea、黄豆Glycine max，葫芦科Cucurbitaceae西瓜Citrullus lanatus、南瓜Cucurbita moschata，茄科Solanaceae番茄Solanum lycopersicum、马铃薯Solanum tuberosum，禾本科Poaceae早熟禾亚科Pooideae二穗短柄草Brachypodium distachyon (Bd-21，模式植物)、黑麦草Lolium perenne、小麦Triticum aestivum，黍亚科Pamicinae玉米Zea mays、高粱Sorghum bicolor。选择饱满，大小均匀的种子，所有种子在播种前均经过氧化氢灭菌消毒和催芽。
1.2 试验设计
进行单一作物长期连作的盆栽试验，每种植物至少6盆(即重复)，连续种植3季。考虑不同植物的生物量尽量一致的原则，花生、黄豆、西瓜、南瓜、番茄、马铃薯、二穗短柄草、黑麦草、小麦、玉米、高梁分别栽培5、5、5、5、7、2、10、40、10、5、5 株·盆−1，所选植物生长均匀，长势一致。
1.3 盆栽试验
于浙江农林大学人工气候箱进行试验，气候箱栽培条件为25 ℃、光照16 h，18 ℃、黑暗 8 h的昼夜循环，生长旺季时温度调至30 ℃。土壤水分基本保持在75%的田间持水量，其他栽培管理措施按一般要求进行，各盆保持一致。注意抗旱、防病虫，保证全苗及植株正常生长发育。
种植时间和采样时间如表1所示，每茬植物的收获时间处于该植物营养生长时期，根据植物生长的情况可适当调整采样时间，栽培时长为38~55 d，共采集3茬，鉴于本底土壤速效钾质量分数高、而氮磷质量分数低的实际情况，在第1季时选择磷酸二铵[(NH4)2HPO4]作为追肥[氮磷钾质量比(N∶P2O5∶K2O)为18∶46∶0]。肥料按照肥质量比1∶50进行配置，每盆每次浇50 mL，均以每季植物能正常生长为依据适当补施肥料，每季浇施3次。选择生长一致的4个重复，分别采集第1季和第3季的土壤样品，分析土壤酶以及土壤性质。收获时植物根系基本充满整个盆，密布于土壤之间，植物根系对土壤的影响涉及大部分土壤，可以认为盆中土壤均为根区土壤。将植物取出后的盆中土壤充分混匀后得到混合样品，风干待测。
表 1 植物栽培和收获时间表Table 1 Schedule for transplanting and harvesting栽植季度 栽培日期
(年-月-日)采样日期
(年-月-日)采收植物 第1季 2020-12-02 2021-02-02
2021-02-07
2021-02-20
2021-03-01
2021-03-08黄豆、花生
高粱、玉米
马铃薯、小麦
二穗短柄草、黑麦草
番茄、西瓜、南瓜第2季 2021-03-18 2021-04-29
2021-05-02
2021-05-07
2021-05-14
2021-05-17黄豆、玉米
花生、高粱
西瓜、南瓜、番茄
马铃薯、二穗短柄草
黑麦草、小麦第3季 2021-05-31 2021-07-14
2021-07-20
2021-07-21
2021-07-23玉米、番茄
黄豆、花生、马铃薯
西瓜、南瓜、高粱
黑麦、小麦、二穗短柄草1.4 土壤酶活性的测定
测定土壤碳、氮、磷循环的3类土壤酶：①碳循环土壤酶，包括α-葡萄糖苷酶(AG)、β-葡萄糖苷酶(BG)、纤维二糖水解酶(CB)、β-木糖苷酶(XYL)；②氮循环土壤酶，包括亮氨酸氨基肽酶(LAP)、N-乙酰-β-氨基葡萄糖苷酶(NAG)；③ 磷循环土壤酶，为酸性磷酸酶(PHOS)。酶活性测定采用SAIYA-CORK等[16]的荧光微孔板检测技术，具体测定方法：称取2 g土壤，加入醋酸缓冲液进行浸提，取200 μL浸提液与96孔板后立即加入反应底物，25 ℃ 培养箱中黑暗培养3 h，使用多功能酶标仪(SynergyTM H1，Biotek)在365和450 nm波长下测定吸光度并计算土壤酶活性。
2. 结果与分析
2.1 不同植物土壤pH及有效氮、磷差异
重点分析与土壤碳、氮、磷循环相关酶活关联最大的pH、碱解氮和有效磷等3个指标(表2)。与本底土壤pH 5.42相比，除玉米土壤外，其他植物种植1季后，土壤pH普遍下降，其中豆科植物下降幅度最小，而西瓜最大；第3季又比第1季下降，所有土壤pH均在4.5以下，土壤呈强酸性。连作后土壤碱解氮及有效磷明显增加，第1季土壤碱解氮质量分数西瓜最低、玉米最高，有效磷质量分数则是南瓜最高、小麦最低。第3季时土壤有效磷质量分数比第1季大幅增加，而碱解氮则有增有减。
表 2 第1季和第3季植物收获后不同植物根区土壤化学性质比较Table 2 Comparison of soil chemical properties in root zone of different plants after harvest in the first and third seasons植物种类 pH 碱解氮/(mg·kg−1) 有效磷/(mg·kg−1) 第1季 第3季 第1季 第3季 第1季 第3季 花生 5.03±0.05 bc 4.20±0.08 abc 561.65±60.70 cde 705.83±58.59 a 149.89±17.64 e 651.52±21.10 a 黄豆 5.23±0.17 ab 4.10±0.08 abc 567.42±34.93 bcd 577.84±30.07 ab 161.44±30.06 de 355.58±63.73 ef 西瓜 4.23±0.25 e 3.97±0.05 bc 492.05±46.00 e 672.01±96.79 ab 161.36±30.12 de 393.66±34.33 def 南瓜 4.90±0.22 cd 4.13±0.21 abc 664.13±22.70 ab 553.72±108.19 ab 323.48±17.76 a 577.35±93.74 ab 番茄 4.93±0.09 bc 4.13±0.12 abc 647.74±56.66 abc 520.56±131.32 abc 292.47±18.44 ab 478.03±0.02 bcde 马铃薯 4.77±0.05 cd 3.97±0.05 bc 530.86±10.41 de 360.96±12.77 c 267.34±49.73 abc 304.40±51.93 f 二穗短柄草 4.57±0.17 d 3.93±0.12 c 540.13±39.37 de 356.81±20.47 c 245.17±16.65 bc 425.49±40.00 cdef 黑麦 4.73±0.12 cd 4.23±0.12 ab 593.97±29.02 bcd 667.47±82.33 ab 218.97±46.98 cd 546.70±60.91 abc 小麦 4.83±0.05 cd 4.23±0.12 ab 567.93±26.81 bcd 687.14±71.14 ab 114.48±11.85 e 524.25±41.53 abc 玉米 5.43±0.17 a 4.27±0.21 a 699.27±75.11 a 546.80±114.25 ab 288.63±45.34 ab 599.87±42.06 ab 高粱 4.77±0.09 cd 4.13±0.05 abc 397.89±24.82 f 509.08±23.38 bc 124.26±3.98 e 485.14±24.71 bcd 说明：不同小写字母表示不同植物间差异显著(P＜0.05)。 2.2 不同植物土壤根际酶活性差异
2.2.1 第1季不同植物土壤碳、氮、磷循环相关酶活性差异
第1季土壤碳循环相关的AG和BG活性水平相近(图1 A和B)， AG活性较高的有南瓜、番茄、黑麦草和玉米，而小麦和高粱最低；BG活性较低为黄豆、马铃薯和玉米，较高组为花生、南瓜、黑麦草和高粱，同科植物均存在较大差异，甚至达显著水平(P＜0.05)。CB活性总体低于AG和BG，不同植物之间的高低水平与AG基本一致； XYL活性最高的是马铃薯，最低是黑麦草(图1C和D)。综上所知，种植1季后，不同植物之间4种土壤碳循环酶活性高低顺序没有显著分异，相对而言，几种禾本植物的波动较大，特别是玉米在所有植物中的排序处于最高(AG和CB)或最低(BG)的位置。与土壤氮循环相关的LAP和NAG活性其重复之间的变异比碳循环酶活性小，但南瓜土壤LAP活性异常高，其他植物之间没有显著差异(图1E)；NAG活性最高的是高粱，最低是马铃薯和二穗短柄草(图1F)。PHOS活性在不同植物之间的差异是所有酶中最小的，总体而言，禾本科植物高于非禾本科植物，其中最高的还是高粱(图1G)。
图 1 第1季不同植物土壤根区酶活性Figure 1 Soil rhizosphere enzyme activities of different plants after the first season分析第1季所有植物土壤酶活性之间的相关性结果发现：显著相关性只存在于AG与PHOS(R=−0.647)、BG与XYL (R=−0.605)及LAP (R=0.653)、CB与XYL (R=−0.704)，说明不同植物对土壤酶活性影响强度、甚至方向不相同，显著负相关(3组)多于显著正相关(1组)。
2.2.2 第3季不同植物土壤碳、氮、磷循环相关酶活性差异
第3季植物土壤酶活性，除XYL外，土壤酶活性的重复之间变异也显著缩小(图2)，其主要规律为非禾本科植物AG高于禾本科植物、而CB则相反；不同植物之间土壤BG活性差异不显著；禾本科植物XYL活性总体高于非禾本科植物。综上所知，种植3季植物后，二穗短柄草土壤几种碳循环相关酶活性总体较高，而玉米则总体较低。不同植物土壤2种氮循环酶活性没有一致的差异规律。土壤磷循环相关的PHOS活性则是同科的不同种出现一高一低相反的结果，二穗短柄草、黑麦草和小麦之间差异较小。
图 2 第3季不同植物土壤根区酶活性Figure 2 Soil rhizosphere enzyme activities of different plants after the third season分析第3季所有植物7种土壤酶活性之间的相关性结果发现：只有AG与BG (R=0.763)、LAP与PHOS (R=0.642)之间显著相关，说明植物对不同土壤酶活性影响分异性增加。
分析土壤酶的动态变化(图3)发现：与第1季相比，第3季植物收获后土壤酶活性多数呈增加趋势，其中CB活性的增幅最明显，而玉米则除BG外其余土壤酶活性均出现降幅。
图 3 不同植物第1季和第3季土壤酶活性平均增幅或减幅Figure 3 Average increase or decrease percentage of soil enzyme activities in the first and third plant seasons2.3 不同科及禾本科亚科植物根区土壤酶活性差异
将非禾本科植物以科为单位、禾本科以亚科为单位进行比较。禾本科包括二穗短柄草、黑麦和小麦等组成的早熟禾亚科(C3植物)以及由玉米和高粱组成的黍亚科(C4植物)。由图4发现：第1季不同科或亚科之间AG活性无显著差异，而第3季的茄科显著高于豆科和黍亚科(P＜0.05)。BG活性第3季各科、亚科之间无显著差异，第1季的葫芦科显著高于豆科和茄科(P＜0.05)，茄科的平均值最低。 第1季土壤的CB活性表现为黍亚科显著高于茄科(P＜0.05)，而第3季则是黍亚科显著低于早熟禾亚科及豆科(P＜0.05)，豆科显著高于葫芦科(P＜0.05)。XYL活性第1季无差异，而第3季早熟禾亚科显著高于其他科(P＜0.05)。土壤氮循环酶LAP活性第1季的葫芦科显著高于其他科(P＜0.05)，而第3季却没有显著差异；NAG活性第1季无差异，第3季黍亚科显著低于豆科、葫芦科和早熟禾亚科(P＜0.05)。PHOS活性第1季时黍亚科显著高于其他科(P＜0.05)，第3季则是豆科显著低于其他科(P＜0.05)。
图 4 不同科及禾本科亚科第1季和第3季植物根区土壤碳循环酶活性的差异Figure 4 Difference of carbon cycling enzyme activity between family or subfamily of rhizosphere soil in the first and third seasons以科或亚科为单位统计分析的动态变化结果(图5)表明：多科植物不同酶活性大多增加；豆科、茄科和早熟禾亚科增幅最大的是CB，葫芦科增幅最大的是PHOS，黍亚科增幅最大的是LAP。
图 5 不同科植物第1季和第3季土壤酶活性平均增幅或减幅Figure 5 Average increase or decrease percentage of soil enzyme activities in the first and third plant seasons based on plant family3. 讨论
3.1 不同植物之间土壤根区酶活性差异分析
种植1季植物后不同植物土壤的多项性质产生差异变化，pH 5.00以上的花生、黄豆和玉米，其中玉米pH最高，而西瓜和二穗短柄草pH较低，分别为4.23和4.57。土壤碱解氮的差异规律与pH基本一致，说明植物对氮利用越多，则土壤pH下降越大(西瓜和高粱)，这一结果符合氮肥引起土壤酸化的结论[17]。第1季后玉米土壤各项养分指标及pH均处于较高水平，可能是其吸收利用养分相对较少的结果，与高粱、小麦土壤差异明显。另外，除BG外，玉米土壤的其他3种碳循环酶活性均较高，而小麦则较低。玉米土壤酶活性与土壤养分呈正相关，与已有研究结果[18]一致。玉米和小麦土壤AG活性与BG活性相反，说明高水平土壤养分不利于BG活性发挥。BG水解结合于末端非还原性的β-D-葡萄糖键，与纤维素降解有关，由于纤维素的贫营养特征，因此，分解纤维素的微生物能够长期适应低养分水平土壤环境[19]。番茄和马铃薯土壤也是AG活性高，BG活性低，土壤氮磷水平总体与玉米相近。除了土壤养分外，植物也能通过根系分泌物影响土壤微生物，从而间接影响土壤酶活性。土壤LAP活性除南瓜异常高外，其他植物之间差异不大。南瓜土壤LAP活性异常高的原因可能与其根系分泌物存在诱导LAP活性提高的成分。南瓜被广泛用作砧木以缓解西瓜、黄瓜、甜瓜、冬瓜和苦瓜等多种植物连作障碍[20−24]，这与南瓜土壤较高的LAP活性有关。高粱土壤的NAG活性最高，BG活性也最高，NAG与几丁质降解有关，几丁质是真菌细胞壁的主要成分。高粱土壤可能存在较丰富的纤维素[25]，促进降解纤维素的真菌大量繁殖，从而积累含几丁质的大量真菌生物残体，诱导NAG活性增加。高粱土壤PHOS活性显著高于其他植物，已有研究表明：土壤有效磷较低可诱导PHOS活性[26−28]，由此推测，高粱土壤PHOS活性显著高是因为其土壤有效磷低于其他植物。本研究土壤PHOS活性总体均低于其他研究报道[29−30]。
种植3季作物后，土壤pH较第1季下降0.50~1.16，玉米仍然是所有植物中最高(4.27)，而西瓜、马铃薯和二穗短柄草则低于4.0；土壤碱解氮、有效磷显著增加，特别是有效磷增加了2~3倍，原因是本底土壤有效磷很低(6.00 mg·kg−1)，氮素水平也偏低(碱解氮51.17 mg·kg−1)，而速效钾丰富(193.33 mg·kg−1)，因此种植过程中追施高磷的磷酸二铵肥料以保证植物养分需求。第3季时土壤养分水平过高对土壤酶活性产生一定的负面影响，而二穗短柄草虽然其土壤pH仅3.93，但土壤氮磷水平较低，反而其各种土壤酶活性均较高；马铃薯土壤pH、养分水平与二穗短柄草相近，除XYL和NAG酶外，其他5种酶活性也较高。相反的情况发生在玉米，土壤养分水平较高但土壤各种酶活性相对较低，说明高水平养分对玉米土壤酶活性的负面影响比其他植物强。从第3季土壤酶的增减幅度结果证明：玉米土壤仅BG活性有小幅增加，其他6种酶均下降；而CB活性总体增幅最大，其中小麦和马铃薯分别增加519%和267%。CB水解纤维素释放纤维二糖，其增幅最大的原因可能：一是连作后真菌数量增加[31−32]，真菌是分解纤维素的最主要类群； 二是随着种植次数增加，土壤中纤维素不断积累，诱导微生物分泌CB。这与王雨晴等[33]的研究一致，即CB活性与纤维素含量及真菌基因丰度呈极显著正相关。
3.2 不同科及禾本科亚科植物根区土壤酶活性的差异分析
禾本科植物存在着广泛的基因序列和功能的保守性[34]，其他同科植物也有共性的遗传基因。一般而言，遗传相近的植物具有相似的根系分泌物、对养分的需求也较相似，由此推测，同一科植物对土壤微生物以及土壤酶活性可能有共性影响。第1季植物收获后，只有BG (葫芦科显著高于豆科和茄科)和CB (黍亚科显著高于茄科) 2种酶存在科之间的显著差异，而第3季收获后仅BG和LAP不存在显著差异，说明随着种植季数的增加，同科植物对土壤的共性影响逐渐显现。BG和CB都是降解纤维素的酶，最初的本底土壤微生物较少，而种植1季后土壤微生物大量繁殖，由于不同植物根系分泌物以及根系残体化学组成的差异，特别是根系残体中纤维素较多，由此引起不同科植物纤维素降解相关酶的差异。第3季时不同科植物土壤酶活性之间的差异加大，虽同为早熟禾亚科植物，但二穗短柄草在遗传上与小麦及黑麦草距离相对较远，因此第3季时其土壤AG和BG活性明显高于小麦及黑麦草。 第3季时非禾本科植物土壤AG活性明显高于禾本科植物，最高是茄科，而XYL则正好相反，其中最高的是早熟禾亚科。AG和XYL都是大分子有机物水解的末端酶，非禾本科植物土壤AG活性高，说明土壤中其上游大分子有机物中α-葡萄糖苷链接的多糖(如淀粉)较多，而禾本科植物土壤XYL活性高，说明土壤中上游大分子有机物中β-木糖苷酶链接的半纤维素多糖较多。也可能是禾本科植物的根系分泌物与非禾本科植物存在差异[35]。禾本科植物中早熟禾亚科土壤CB活性较高，但黍亚科则明显低于非禾本科植物，可能C3和C4植物的碳代谢物存在差异，需要后继分析根系分泌物。不同科植物第3季土壤CB和XYL活性的高低与第1季正好相反，豆科和茄科土壤CB活性明显升高，而黍亚科下降，茄科土壤XYL活性明显下降，而早熟禾亚科升高，说明CB和XYL可能存在互补关系。另外，禾本科植物土壤的XYL活性显著高于非禾本科植物，可能是禾本科植物土壤中半纤维素含量较丰富。XYL水解半纤维素产生种类丰富的五碳糖和六碳糖，是否有利于土壤微生物活动值得深入研究。黍亚科土壤PHOS活性在第1季和第3季土壤中均为最高，而其土壤NAG活性在第3季为最低。分科统计则土壤酶活性总体以上升为主，其中CB活性增幅最大，而豆科和茄科的XYL活性、葫芦科的LAP活性出现下降，黍亚科植物土壤的NAG活性和PHOS活性都出现下降，说明黍亚科植物土壤的氮、磷循环能力下降，可能是氮、磷养分增加显著，加上黍亚科植物对氮、磷的需求不高，因此，相关循环酶活性下降。
4. 结论
通过不同科11种植物第1季和第3季土壤碳、氮、磷循环相关酶活性分析发现：同科的2种植物不同土壤酶、同种土壤酶不同科植物的动态变化规律并不一致，第1季和第3季黍亚科植物土壤PHOS活性均为最高，其中，高粱又显著高于比玉米；第3季时禾本科植物土壤的XYL活性显著高于非禾本科植物，而3种早熟禾亚科植物土壤又显著高于黍亚科植物。禾本科植物土壤PHOS和XYL活性较高是否与其耐连作有关，需要深入研究连作次数和土壤微生物指标等。
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表 1 ERF的功能
Table 1. Function of ERF
植物 ERFs 目的基因及调控方式 目的基因说明 效果 拟南芥 ERF4 CAT3 过氧化氢酶，ROS清除酶系统之一 根据ERF4形态不同，调控的效果不同[13] 拟南芥 ERF96 上调PDF1.2a、PR-3/4和ORA59 生物胁迫抵御基因，ORA59为转录
因子增强植物对病原体抗性[17] 拟南芥 ERF74 上调RbohD 呼吸暴发氧化酶，增加活性氧的产量 启动胁迫初期活性氧暴发，增强信号传导[18] 拟南芥 Ⅸb组ERF 上调CYP81F2 杀菌剂吲哚类硫苷合成关键酶 增加吲哚类硫苷合成，减少植物间真菌传播[19] 拟南芥 WRI4 上调LACS1、KCR1、PAS2、ECR和WSD 参与表皮蜡质合成 增加蜡质合成，保护植物受逆境伤害[20] 拟南芥 RAP2.2和RAP2.12 上调LBD41和PCO1 低氧响应蛋白质 受低氧胁迫诱导，保持低氧应答基因在低氧环境下的稳定[21] 拟南芥 AtERF72 下调IRT1、HA2和上调CLH1 IRT1、HA2铁吸收，CLH1叶绿素降解 受缺铁环境诱导，起到负调控效果[22] 苹果 MdERF2 上调MdACS3a 果实成熟过程中乙烯合成关键酶基因 进一步促进乙烯生成[23] 苹果 MdERF4 下调MdERF3 转录因子，响应盐胁迫并提高盐胁迫抗性 削弱植物对盐胁迫抗性[24] 水稻 OsERF71 上调OsXIP 抑制微生物来源的木聚糖酶 增强植物抗性[25] 芜菁 BrERF72 上调BrLOX4、BrAOC3和BrOPR3 参与茉莉酸合成 加速叶片衰老[26] 番茄 JRE4 上调DWF5和GAME4 甾醇还原酶和配糖生物碱代谢相关 促进糖苷生物碱的合成[27] 番茄 ERF68 上调COPA、Sw-5a、AOS和
下调CAB参与细胞程序性死亡 促进细胞程序性死亡，防止病原体扩散[28] 月季 RhERF1和RhERF4 下调RhBGLA1 β-半乳糖苷酶，加速花瓣脱落 防止花瓣脱落[29] 罂粟 PsAP2 上调AOX1a 抗氧化酶之一 增强植株的ROS清除能力[30] 碧冬茄 PhERF2 上调ADH1-2 乙醇脱氢酶 提高植物对水淹抗性[31] 山葡萄 VaERF092 上调VaWRKY33 转录因子，调控胁迫相关基因 增强植物对低温的抗性[32] 小果野蕉 MaERF10 下调MaLOX7/8、MaAOC3和MaOPR4 参与茉莉酸合成 抑制茉莉酸信号，增强冷害[33] 小果野蕉 MaDEAR1 下调MaEXP1/3、MaPG1、MaXTH10、MaPL3和MaPME3 修饰细胞壁，与果实软化有关的基因 防止果实过早软化[34] 甜橙 CitERF13 上调CitPPH和CitNYC 参与叶绿素降解 加速果实褪绿[35] 甜橙和椪柑 CitERF6 上调CitPPH 参与叶绿素降解 加速果实褪绿[35] 桃子 PpeERF2 下调PpeNCED2/3和PpePG1 ABA合成与细胞壁降解 防止果实过快软化[36] 番木瓜 CpERF9 下调CpPME1/2和CpPG5 细胞壁降解 防止果实过早软化[37] 枇杷 EjERF39 Ej4CL1 木质素合成基因 促进果实木质化[38] 说明：苹果Malus domestica、芜菁Brassica rapa、月季Rosa chinensis、罂粟Papaver somniferum、碧冬茄Petunia×hybrida、山葡萄 Vitis amurensis、小果野蕉Musa acuminata、甜橙Citrus sinensis、椪柑Citrus reticulata、桃Amygdalus persica、番木瓜Carica papaya、枇杷Eriobotrya japonica 
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[1] OHME-TAKAGI M, SHINSHI H. Ethylene-inducible DNA binding proteins that interact with an ethylene-responsive element [J]. Plant Cell, 1995, 7(2): 173 − 182. [2] NAKANO T, SUZUKI K, FUJIMURA T, et al. Genome-wide analysis of the ERF gene family in Arabidopsis and rice [J]. Plant Physiol, 2006, 140(2): 411 − 432. [3] JIN Xiaoyu, YIN Xiaofan, NDAYAMBAZA B, et al. Genome-wide identification and expression profiling of the ERF gene family in Medicago sativa L. under various abiotic stresses [J]. DNA Cell Biol, 2019, 38(10): 1056 − 1068. [4] CUI Licao, FENG Kewei, WANG Mengxing, et al. Genome-wide identification, phylogeny and expression analysis of AP2/ERF transcription factors family in Brachypodium distachyon [J]. BMC Genomics, 2016, 17(1): 1 − 19. [5] CHEN Jing, ZHOU Yuanhang, ZHANG Qi, et al. Structural variation, functional differentiation and expression characteristics of the AP2/ERF gene family and its response to cold stress and methyl jasmonate in Panax ginseng C. A. Meyer [J]. PLoS One, 2019, 15(3): e0226055. doi: 10.1371/journal.pone.0226055. [6] JOFUKU K D, DEN BOER B G, van MONTAGU M, et al. Control of Arabidopsis flower and seed development by the homeotic gene APETALA2 [J]. Plant Cell, 1994, 6(9): 1211 − 1225. [7] LIU Qiang, ZHANG Guiyou, CHEN Shouyi, et al. Structure and regulatory function of plant transcription factors [J]. Sci Bull, 2001, 46(4): 271 − 278. [8] SAKUMA Y, LIU Q, DUBOUZET J G, et al. DNA-binding specificity of the ERF/AP2 domain of Arabidopsis DREBs, transcription factors involved in dehydration- and cold-inducible gene expression [J]. Biochem Biophys Res Commun, 2002, 290(3): 998 − 1009. [9] HAO Dongyun, YAMASAKI K, SARAI A, et al. Determinants in the sequence specific binding of two plant transcription factors, CBF1 and NtERF2, to the DRE and GCC motifs [J]. Biochemistry, 2002, 41(13): 4202 − 4208. [10] 覃利萍. 刚毛柽柳AP2/ERF转录因子ThCRF1响应盐胁迫的调控机理研究[D]. 乌鲁木齐: 新疆大学, 2018. QIN Liping. Study on the Regulatory Mechanism of an AP2/ERF Transcriotion Factor, ThCRF1, in Response to Salt Stress in Tamarix hispida[D]. Urumqi: Xinjiang University, 2018. [11] CHENG Meichun, LIAO Poming, KUO Weiwen, et al. The Arabidopsis ETHYLENE RESPONSE FACTOR1 regulates abiotic stress-responsive gene expression by binding to different cis-acting elements in response to different stress signals [J]. Plant Physiol, 2013, 162(3): 1566 − 1582. [12] KAGALE S, LINKS M G, ROZWADOWSKI K, et al. Genome-wide analysis of ethylene-responsive element binding factor-associated amphiphilic repression motif-containing transcriptional regulators in Arabidopsis [J]. Plant Physiol, 2010, 152(3): 1109 − 1134. [13] RIESTER L, KOSTERHOFMANN S, DOLL J, et al. Impact of alternatively polyadenylated isoforms of ETHYLENE RESPONSE FACTOR4 with activator and repressor function on senescence in Arabidopsis thaliana L. [J]. Genes, 2019, 10(2): 91. doi: 10.3390/genes10020091. [14] TIWARI S B, BELACHEW A, MA S F, et al. The EDLL motif: a potent plant transcriptional activation domain from AP2/ERF transcription factors [J]. Plant J, 2012, 70(5): 855 − 865. [15] NOMURA Y, MATSUO N, BANNO H, et al. A domain containing the ESR motif in ENHANCER OF SHOOT REGENERATION 1 functions as a transactivation domain [J]. Plant Biotechnol, 2009, 26(4): 395 − 401. [16] HUANG Pinyao, ZHANG Jingsong, JIANG Beier, et al. NINJA-associated ERF19 negatively regulates Arabidopsis pattern triggered immunity [J]. J Exp Bot, 2019, 70(3): 1033 − 1047. [17] CATINOT J, HUANG Jingbo, HUANG Pinyao, et al. ETHYLENE RESPONSE FACTOR 96 positively regulates Arabidopsis resistance to necrotrophic pathogens by direct binding to GCC elements of jasmonate- and ethylene-responsive defence genes [J]. Plant Cell Environ, 2015, 38(12): 2721 − 2734. [18] YAO Yuan, HE Runjun, XIE Qiaoli, et al. ETHYLENE RESPONSE FACTOR 74 (ERF74) plays an essential role in controlling a respiratory burst oxidase homolog D (RbohD)-dependent mechanism in response to different stresses in Arabidopsis [J]. New Phytol, 2017, 213(4): 1667 − 1681. [19] FROSCHEL C, IVEN T, WALPER E, et al. A gain-of-function screen reveals redundant ERF transcription factors providing opportunities for resistance breeding toward the vascular fungal pathogen Verticillium longisporum [J]. Mol Plant-microbe Interactions, 2019, 32(9): 1095 − 1109. [20] PARK C, GO Y, SUH M, et al. Cuticular wax biosynthesis is positively regulated by WRINKLED4, an AP2/ERF-type transcription factor, in Arabidopsis stems [J]. Plant J, 2016, 88(2): 257 − 270. [21] GASCH P, FUNDINGER M, MULLER J T, et al. Redundant ERF-VII transcription factors bind to an evolutionarily conserved cis-Motif to regulate hypoxia-responsive gene expression in Arabidopsis [J]. Plant Cell, 2015, 28(1): 160 − 180. [22] LIU Wei, LI Qiwei, WANG Yi, et al. Ethylene response factor AtERF72 negatively regulates Arabidopsis thaliana response to iron deficiency [J]. Biochem Biophys Res Commun, 2017, 491(3): 862 − 868. [23] LI Tong, JIANG Zhongyu, ZHANG Lichao, et al. Apple (Malus domestica) MdERF2 negatively affects ethylene biosynthesis during fruit ripening by suppressing MdACS1 transcription [J]. Plant J, 2016, 88(5): 735 − 748. [24] AN Jianping, ZHANG Xiaowei, XU Ruirui, et al. Apple MdERF4 negatively regulates salt tolerance by inhibiting MdERF3 transcription [J]. Plant Sci, 2018, 276: 181 − 188. [25] ZHAN Yihua, SUN Xiangyu, RONG Guozeng, et al. Identification of two transcription factors activating the expression of OsXIP in rice defence response [J]. BMC Biotechnol, 2017, 17: 26. doi: 10.1186/s12896-017-0344-7. [26] TAN Xiaoli, FAN Zhongqi, SHAN Wei, et al. Association of BrERF72 with methyl jasmonate-induced leaf senescence of Chinese flowering cabbage through activating JA biosynthesis-related genes [J]. Hortic Res, 2018, 5: 22. doi: 10.1038/s41438-018-0028-z. [27] THAGUN C, IMANISHI S, KUDO T, et al. Jasmonate-Responsive ERF transcription factors regulate steroidal glycoalkaloid biosynthesis in tomato [J]. Plant Cell Physiol, 2016, 57(5): 961 − 975. [28] LIU Anchi, CHENG Chiuping. Pathogen-induced ERF68 regulates hypersensitive cell death in tomato [J]. Mol Plant Pathol, 2017, 18(8): 1062 − 1074. [29] GAO Yuerong, LIU Yang, LIANG Yue, et al. Rosa hybrida RhERF1 and RhERF4 mediate ethylene- and auxin-regulated petal abscission by influencing pectin degradation [J]. Plant J, 2019, 99(6): 1159 − 1171. [30] MISHRA S, PHUKAN U J, TRIPATHI V, et al. PsAP2 an AP2/ERF family transcription factor from Papaver somniferum enhances abiotic and biotic stress tolerance in transgenic tobacco [J]. Plant Mol Biol, 2015, 89(1): 173 − 186. [31] YIN Dongmei, SUN Daoyang, HAN Zhuping, et al. PhERF2, an ethylene-responsive element binding factor, plays an essential role in waterlogging tolerance of petunia[J]. Hortic Res, 2019, 6: 83. doi: 10.1038/s41438-019-0165-z. [32] SUN Xiaoming, ZHANG Langlang, WONG D C J, et al. The ethylene response factor VaERF092 from Amur grape regulates the transcription factor VaWRKY33, improving cold tolerance [J]. Plant J, 2019, 99(5): 988 − 1002. [33] QI Xinna, XIAO Yunyi, FAN Zhongqi, et al. A banana fruit transcriptional repressor MaERF10 interacts with MaJAZ3 to strengthen the repression of JA biosynthetic genes involved in MeJA-mediated cold tolerance [J]. Postharvest Biol Technol, 2016, 120: 222 − 231. [34] FAN Zhongqi, KUANG Jianfei, FU Changchun, et al. The banana transcriptional repressor MaDEAR1 negatively regulates cell wall-modifying genes involved in fruit ripening [J]. Front Plant Sci, 2016, 7: 1021. doi: 10.3389/fpls.2016.01021. [35] YIN Xueren, XIE Xiulan, XIA Xiaojian, et al. Involvement of an ethylene response factor in chlorophyll degradation during citrus fruit degreening [J]. Plant J, 2016, 86(5): 403 − 412. [36] WANG Xiaobei, ZENG Wanfang, DING Yifeng, et al. Peach ethylene response factor PpeERF2 represses the expression of ABA biosynthesis and cell wall degradation genes during fruit ripening [J]. Plant Sci, 2019, 283: 116 − 126. [37] FU Changchun, HAN Yanchao, QI Xiuye, et al. Papaya CpERF9 acts as a transcriptional repressor of cell-wall-modifying genes CpPME1/2 and CpPG5 involved in fruit ripening [J]. Plant Cell Rep, 2016, 35(11): 2341 − 2352. [38] ZHANG Jing, YIN Xueren, LI Heng, et al. ETHYLENE RESPONSE FACTOR39-MYB8 complex regulates low-temperature-induced lignification of loquat fruit [J]. J Exp Bot, 2020, 71(10): 3172 − 3184. [39] LI Weiyu, WANG Cheng, SHI Henghua, et al. Genome-wide analysis of ethylene-response factor family in adzuki bean and functional determination of VaERF3 under saline-alkaline stress [J]. Plant Physiol Biochem, 2020, 147: 215 − 222. [40] LI Jinjie, GUO Xiao, ZHANG Minghui, et al. OsERF71 confers drought tolerance via modulating ABA signaling and proline biosynthesis [J]. Plant Sci, 2018, 270: 131 − 139. [41] ZHANG Wenhui, YANG Guiyan, MU Dan, et al. An ethylene-responsive factor BpERF11 negatively modulates salt and osmotic tolerance in Betula platyphylla [J]. Sci Rep, 2016, 6: 23085. doi: 10.1038/srep23085. [42] LIM C, LIM J, LEE S, et al. The pepper AP2 domain-containing transcription factor CaDRAT1 plays a negative role in response to dehydration stress [J]. Environ Exp Bot, 2019, 164: 170 − 180. [43] LI Zhenjun, TIAN Yongsheng, XU Jing, et al. A tomato ERF transcription factor, SlERF84, confers enhanced tolerance to drought and salt stress but negatively regulates immunity against Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 [J]. Plant Physiol Biochem, 2018, 132: 683 − 695. [44] YU Yang, KIM H S, MA Peiyong, et al. A novel ethylene-responsive factor IbERF4 from sweetpotato negatively regulates abiotic stress [J]. Plant Biotechnol Rep, 2020, 14(4): 397 − 406. [45] LI Shaojia, XIE Xiulan, LIU Shengchao, et al. Auto- and mutual-regulation between two CitERFs contribute to ethylene-induced citrus fruit degreening [J]. Food Chem, 2019, 299: UNSP 125163. doi: 10.1016/j.foodchem.2019.125163. [46] KOYAMA T, NII H, MITSUDA N, et al. A regulatory cascade involving class II ETHYLENE RESPONSE FACTOR transcriptional repressors operates in the progression of leaf senescence [J]. Plant Physiol, 2013, 162(2): 991 − 1005. [47] KHASKHELI A J, AHMED W, MA C, et al. RhERF113 functions in ethylene-induced petal senescence by modulating cytokinin content in rose [J]. Plant Cell Physiol, 2018, 59(12): 2442 − 2451. [48] STEPANOVA A, ALONSO J M. Arabidopsis ethylene signaling pathway [J]. Sci STKE, 2005, 276: cm4. doi: 10.1126/stke.2762005cm4. [49] CHEN Weihan, LI Peifang, CHEN Mingkun, et al. FOREVER YOUNG FLOWER negatively regulates ethylene response DNA-binding factors by activating an ethylene-responsive factor to control Arabidopsis floral organ senescence and abscission [J]. Plant Physiol, 2015, 168(4): 1666 − 1683. [50] JU C, YOON G, SHEMANSKY J, et al. CTR1 phosphorylates the central regulator EIN2 to control ethylene hormone signaling from the ER membrane to the nucleus in Arabidopsis [J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2012, 109(47): 19486 − 19491. [51] AN Fengying, ZHAO Qiong, JI Yusi, et al. Ethylene-induced stabilization of ETHYLENE INSENSITIVE3 and EIN3-LIKE1 is mediated by proteasomal degradation of EIN3 binding F-Box 1 and 2 that requires EIN2 in Arabidopsis [J]. Plant Cell, 2010, 22(7): 2384 − 2401. [52] WU Dianyun, JI Jing, WANG Gang, et al. LchERF, a novel ethylene-responsive transcription factor from Lycium chinense, confers salt tolerance in transgenic tobacco [J]. Plant Cell Rep, 2014, 33(12): 2033 − 2045. [53] YANG Zhen, TIAN Lining, LATOSZEKGREEN M, et al. Arabidopsis ERF4 is a transcriptional repressor capable of modulating ethylene and abscisic acid responses [J]. Plant Mol Biol, 2005, 58(4): 585 − 596. [54] PAN Yu, SEYMOUR G, LU Chungui, et al. An ethylene response factor (ERF5) promoting adaptation to drought and salt tolerance in tomato [J]. Plant Cell Rep, 2012, 31(2): 349 − 360. [55] YU Yanwen, WANG Juan, LI Shenghui, et al. Ascorbic acid integrates the antagonistic modulation of ethylene and abscisic acid in the accumulation of reactive oxygen species [J]. Plant Physiol, 2019, 179(4): 1861 − 1875. [56] 牟少亮, 申磊, 石星辰, 等. 水稻OsERF96应答病原菌的表达及启动子的功能分析[J]. 植物遗传资源学报, 2017, 18(1): 133 − 138. MOU Shaoliang, SHEN Lei, SHI Xingchen, et al. Expression of OsERF96 response to pathogen and functional analysis of its promoter [J]. J Plant Genet Resour, 2017, 18(1): 133 − 138. [57] 王庆灵, 刘文鑫, 赵嘉平. 山海关杨PdERF-18转录因子的表达特征分析[J]. 浙江农林大学学报, 2014, 31(5): 716 − 723. WANG Qingling, LIU Wenxin, ZHAO Jiaping. Expression patterns for a PdERF-18 response to different stresses in Populus deltoides ‘Shanhaiguan’ [J]. J Zhejiang A&F Univ, 2014, 31(5): 716 − 723. [58] ASAI T, TENA G, PLOTNIKOVA J, et al. MAP kinase signalling cascade in Arabidopsis innate immunity [J]. Nature, 2002, 415(6875): 977 − 983. [59] DAUTREAUX B, TOLEDANO M. ROS as signalling molecules: mechanisms that generate specificity in ROS homeostasis [J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2007, 8(10): 813 − 824. [60] WANG Pengcheng, DU Yanyan, ZHAO Xiaoliang, et al. The MPK6-ERF6-ROS-responsive cis-acting element7/GCC box complex modulates oxidative gene transcription and the oxidative response in Arabidopsis [J]. Plant Physiol, 2013, 161(3): 1392 − 1408. [61] SCHMIDT R, MIEULET D, HUBBERTEN H, et al. SALT-RESPONSIVE ERF1 regulates reactive oxygen species-dependent signaling during the initial response to salt stress in rice [J]. Plant Cell, 2013, 25(6): 2115 − 2131. [62] MATSUKURA S, MIZOI J, YOSHIDA T, et al. Comprehensive analysis of rice DREB2-type genes that encode transcription factors involved in the expression of abiotic stress-responsive genes [J]. Mol Genet Genomics, 2010, 283(2): 185 − 196. [63] QIN Feng, KAKIMOTO M, SAKUMA Y, et al. Regulation and functional analysis of ZmDREB2A in response to drought and heat stresses in Zea mays L. [J]. Plant J, 2007, 50(1): 54 − 69. [64] CHEN Xuemei. A microRNA as a translational repressor of APETALA2 in Arabidopsis flower development [J]. Science, 2004, 303(5666): 2022 − 2025. [65] CHENG Meichun, HSIEH Enjung, CHEN Junhung, et al. Arabidopsis RGLG2, functioning as a RING E3 ligase, interacts with AtERF53 and negatively regulates the plant drought stress response [J]. Plant Physiol, 2012, 158(1): 363 − 375. [66] PUCCIARIELLO C, PERATA P. New insights into reactive oxygen species and nitric oxide signalling under low oxygen in plants [J]. Plant Cell Environ, 2017, 40(4): 473 − 482. [67] VICENTE J, MENDIONDO G M, MOVAHEDI M, et al. The Cys-Arg/N-end rule pathway is a general sensor of abiotic stress in flowering plants [J]. Curr Biol, 2017, 27(20): 3183 − 3190. [68] FENG Xu, FENG Peng, YU Huilin, et al. GsSnRK1 interplays with transcription factor GsERF7 from wild soybean to regulate soybean stress resistance [J]. Plant Cell Environ, 2020, 43(5): 1192 − 1211. [69] HAN Yanchao, KUANG Jianfei, CHEN Jianye, et al. Banana transcription factor MaERF11 recruits histone deacetylase MaHDA1 and represses the expression of MaACO1 and Expansins during fruit ripening [J]. Plant Physiol, 2016, 171(2): 1070 − 1084. [70] LI Tong, TAN Dongmei, LIU Zhi, et al. Apple MdACS6 regulates ethylene biosynthesis during fruit development involving ethylene-responsive factor [J]. Plant Cell Physiol, 2015, 56(10): 1909 − 1917. [71] WU Lijun, CHEN Xiaoliang, REN Haiyun, et al. ERF protein JERF1 that transcriptionally modulates the expression of abscisic acid biosynthesis-related gene enhances the tolerance under salinity and cold in tobacco [J]. Planta, 2007, 226(4): 815 − 825. [72] ZHOU Ming, GUO Shaogui, TIAN Shouwei, et al. Overexpression of the watermelon ethylene response factor ClERF069 in transgenic tomato resulted in delayed fruit ripening [J]. Hortic Plant J, 2020, 6(4): 247 − 256. [73] WANG Jiahui, GU Kaidi, HAN Pengliang, et al. Apple ethylene response factor MdERF11 confers resistance to fungal pathogen Botryosphaeria dothidea [J]. Plant Sci, 2020, 291: 110351. doi: 10.1016/j.plantsci.2019.110351. [74] YANG Chinying, HUANG Yichun, OU Shangling, et al. ERF73/HRE1 is involved in H2O2 production via hypoxia-inducible Rboh gene expression in hypoxia signaling [J]. Protoplasma, 2017, 254(4): 1705 − 1714. [75] SUN Xiaoming, ZHU Zhenfei, ZHANG Langlang, et al. Overexpression of ethylene response factors VaERF080 and VaERF087 from Vitis amurensis enhances cold tolerance in Arabidopsis [J]. Sci Hortic, 2019, 243: 320 − 326. [76] DONG Lidong, CHENG Yingxin, WU Junjiang, et al. Overexpression of GmERF5, a new member of the soybean EAR motif-containing ERF transcription factor, enhances resistance to Phytophthora sojae in soybean [J]. J Exp Bot, 2015, 66(9): 2635 − 2647. [77] ZHAO Yu, CHENG Saifeng, SONG Yaling, et al. The interaction between rice ERF3 and WOX11 promotes crown root development by regulating gene expression involved in cytokinin signaling [J]. Plant Cell, 2015, 27(9): 2469 − 2483. -
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