下载:
-
光合作用在绿叶中进行，也可在非同化器官叶柄，绿花，花萼，绿色水果，球果，茎组织，甚至根中发生[1-4]。非同化器官光合作用，无论表现为净光合作用还是内部二氧化碳(CO2)再固定，都是增加碳获取的重要方式[5]。蔡锡安等[6]研究发现植物茎秆组织能同化树干向生境排放的60%~90%CO2。LIU等[7]研究发现茎光合作用能够促进旱柳Salix matsudana扦插幼苗的器官发育。在干旱林地或沙漠中发现一些常见木本植物依赖绿茎作为碳同化器官[8]。ÁVILA-LOVERA等[9]发现霍金斯树Cercidium praecox在雨季主要由叶片进行光合作用，在旱季叶片完全脱落，主要由绿茎发生光合作用。植物碳同化方式多种多样，花环结构与3种不同细胞类型被认为是C4光合碳同化途径关键特征[10]。HIBBERD等[11]发现在典型C3植物烟草Nicotiana tabacum和芹菜Apium graveolens中，木质部和韧皮部周围的茎和叶柄细胞表现出NADP-苹果酸酶(NADP-ME)型细胞类型特征，这些细胞需要的碳来自于呼吸作用。SHEN等[12]发现水稻Oryza sativa叶片中脉具有C4光合特性。王莹等[13]发现木本植物丁香Syringa meyeri，银白杨Populus alba，落叶松Larix gmelinii绿色茎秆组织中均表现出典型C4光合生化特征。毛竹Phyllostachys edulis属禾本科Gramineae亚热带竹种，自然分布于中国南方省份，具有生长快，产量高，固碳能力强等特点。目前，关于毛竹光合作用前人已做了一些工作，温星等[14]发现毛竹幼叶叶绿素质量分数和净光合速率随其生长发育不断增加，从幼叶生长至第15天完全展叶，叶片就具备正常的光合生理功能。陈登举等[15]发现毛竹茎秆中光合色素含量较高，叶绿体发育完整，其类囊体垛叠程度高于叶片并含有淀粉粒。同时，毛竹在糖代谢[16]、激素调节[17]、非生物胁迫[18]、基因组鉴定与表达分析[19−20]等方面研究取得了较好的进展，但毛竹笋快速生长期茎秆光合碳同化分子特征的研究鲜有报道。本研究以快速生长阶段毛竹笋竹为研究对象，测定毛竹茎秆不同节间C3光合碳同化途径关键酶核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶/加氧酶(Rubisco)、C4光合碳同化关键酶磷酸烯醇式丙酮酸羧化酶(PEPC)、丙酮酸磷酸双激酶(PPDK)、NADP-ME、NADP-苹果酸脱氢酶(NADP-MDH)、磷酸烯醇式丙酮酸羧激酶(PEP-CK)活性及各个关键酶基因相对表达量，探讨毛竹快速生长期笋竹茎秆光合碳同化规律，以期为进一步揭示毛竹茎秆快速生长机制提供参考。
-
供试毛竹来自浙江省杭州市临安区青山湖街道毛竹高效示范园。2018年4月中旬至5月下旬，选取生长状况良好，生境相同，株高6.0±0.2 m，基径约15 cm的当年自然生毛竹笋竹，在10:00−12:00从茎秆基部将其伐倒，由基部至顶部方向第1节间起顺序编号，依次取编号为7、10、13、16、19节间，切取各节间1/3处下部的绿色外层组织，取样厚度2~3 mm。成熟叶片样品采自成竹冠层，在同一生境和采样时间段选取生长状况良好的自然生成竹，取其冠层无斑点、无病害、延展性良好、大小均一的深绿色成熟叶片，去叶脉。节间组织和叶片样品均液氮冷冻，−80 ℃冰箱保存备用。取5株毛竹笋竹，5次重复，每株为1个独立实验。
-
酶液提取参照BERVEILLER等的方法[20]，稍有改动。取待测毛竹笋竹绿色茎秆和叶片各0.5 g分置于研磨机中，加入5 mL预冷的提取液，研磨至匀浆。12 000 r·min−1离心30 min，取上清液即为粗酶液。Rubisco酶活性的测定参照姜振升等[21]的方法。PEPC和NADP-ME活性测定参照BERVEILLER等的方法[20]。NADP-MDH活性测定参照JOHNSON等的方法[22]。 PEPCK活性测定参照BURNELL的方法[23]。 PPDK活性测定参照HATCH等的方法[24]。
-
毛竹笋竹茎秆和叶片总RNA的提取使用宝生物工程(大连)有限公司(TaKaRa) RNAiso Plus (Code No.9109)*试剂盒，按其说明书的方法提取。使用Nano-100微量分光光度计检测RNA浓度与质量，用琼脂糖(添加量为12 g·L−1)凝胶电泳筛选可用RNA。反转录使用宝生物工程(大连)有限公司(TaKaRa)PrimeScriptTMRT reagent Kit with gDNA Eraser (Perfect Real Time)试剂盒，按其说明书的方法合成cDNA，反转录后的cDNA放于−20 ℃保存。
-
通过美国国家生物信息中心(NCBI, https://www.ncbi.nlm.nih.gov/)和PLAZ 4.0 Monocots(https://bioinformatics. psb.ugent.be/plaza/versions/plaza_v4_monocots/)搜索毛竹光合关键酶基因CDS序列，所有用于目的基因表达的定量引物序列(表1)均利用NCBI引物设计工具Primer-BLAST设计，同源比对后由浙江有康生物科技有限公司合成。各个基因表达分析使用宝生物工程(大连)有限公司(TaKaRa)TB Green™ Premix Ex Taq ™ Ⅱ (Tli RNaseH Plus)试剂盒进行实时荧光定量聚合酶链式反应(qPCR)。反应体系20 μL，采用两步法PCR扩增标准程序在Bio-Rad CFX manager 3.1 PCR仪上扩增。定量结果采用2－ΔΔCt的方法计算[25]，选用毛竹PeNTB作为内参基因，每个样品3次重复。
表 1 引物序列
Table 1. Primers used in this study
基因名 5′→3′ 3′→5′ PeNTB TCTTGTTTGACACCGAAGAGGAG AATAGCTGTCCCTGGAGGAGTT Percbl ATCGTGCTCGCGGTATCTTT ATTTCGGTCAGAGCTGGCAT PePEPC TCGAGGGTTCGGACTGTTTGG GAGTTGGCTGAGTTCTTCGGA PeNADP-MDH CTGGATTTGGCCTTGGTGTTG TGTGCGCGGATATTTTTCTG PeNADP-ME TTTAGTGCAGAAGATCGTGGGG ATGCCAATACCTTGCACTCCC PePEP-CK CAGTACCACCACCACTACACCAC CTGGACGTGATGAACGAACCC PePPDK GAAACGTACGGGCAAAAGTG GCTCTACCATCTTGATCGCTG -
所有数据均为5次重复的平均值±标准差。利用Origin 9.0软件(OriginLab公司, 美国)进行统计分析和作图。采用one-way ANOVA进行Tukey多重比较(P＜0.01)。
-
由图1可知：毛竹叶片Rubisco初始活性最高，极显著高于茎秆快速生长节间(P＜0.01)，分别是第7、10、13、16、19节间的1.69、2.45、2.95、3.87、13.40倍；随着节间的升高，Rubisco初始活性呈下降趋势，第7节间Rubisco初始活性高于其他节间。第19节间Rubisco活性最低，极显著低于叶片和第7节间(P＜0.01)，分别下降了92.5%和87.4%。
图 1 毛竹茎秆不同节间Rubisco初始活性变化
Figure 1. Changes of initial activity of Rubisco in different internodes of the Ph. edulis stems
由图2可知：茎秆第7节间PEPC活性最高，极显著高于茎秆其他节间及叶片(P＜0.01)，分别是第10、13、16、19节间和叶片的1.70、2.19、3.01、5.70和3.01倍；随着节间的升高，PEPC活性呈下降趋势，第19节间PEPC活性最低，与第7节间相比下降了82.5%(P＜0.01)。毛竹茎秆第7~19节间PEPC活性整体呈先极显著下降(P＜0.01)而后在低水平趋于平稳的趋势。
图 2 毛竹茎秆不同节间PEPC活性变化
Figure 2. Changes of activity of PEPC in different internodes of the Ph. edulis stems
-
由图3可知：茎秆第7节间NADP-MDH酶活性最高，极显著高于13~19节间及叶片(P＜0.01)，分别是第10、13、16、19节间和叶片的1.45、1.87、2.14、4.50和4.46倍；随着节间的升高，NADP-MDH活性呈下降趋势，第19节间NADP-MDH活性最低，与第7节间相比下降了77.8%(P＜0.01)。毛竹茎秆第7~19节间NADP-MDH酶活性整体呈先下降而后在低水平趋于平稳的变化规律。
图 3 毛竹不同部位NADP-MDH活性变化
Figure 3. Changes of activity of NADP-MDH in different internodes of the Ph. edulis stems
由图4可知：茎秆第7节间NADP-ME酶活性最高，极显著高于13~19节间及叶片(P＜0.01)，分别是第10、13、16、19节间和叶片的1.55、2.86、3.73、4.27和5.69倍；随着节间的升高，NADP-ME活性呈下降趋势，第19节间NADP-ME活性最低，与第7节间相比下降了76.6%(P＜0.01)。毛竹茎秆第7~19节间NADP-ME酶活性整体呈下降，而后趋于平稳的变化规律。
图 4 毛竹不同部位NADP-ME活性变化
Figure 4. Changes of activity of NADP-ME in different internodes of the Ph. edulis stems
-
由图5可知：茎秆各节间与毛竹叶片PEP-CK活性无显著性差异。由图6可知：毛竹茎秆第7节间PPDK酶活性最高，极显著高于其他节间及叶片(P＜0.01)，分别是第10、13、16、19节间和叶片的1.69、2.15、2.38、2.69和4.05倍；随着节间的升高，PPDK活性呈下降趋势，第19节间PPDK活性最低，与第7节间相比下降了62.9%(P＜0.01)。毛竹茎秆第7~19节间PPDK活性整体呈极显著下降(P＜0.01)，而后趋于平稳的变化规律。
图 5 毛竹不同部位PEP-CK活性变化
Figure 5. Changes of activity of PEP-CK in different internodes of the Ph. edulis stems
图 6 毛竹不同部位PPDK活性变化
Figure 6. Changes of activity of PPDK in different internodes of the Ph. edulis stems
-
由图7可知：提取毛竹茎秆总RNA的琼脂糖凝胶电泳条带清晰、明亮，分离明显，28 S和18 S处的条带亮度是5 S处条带亮度的2倍，可见样品总RNA完整，未降解。
图 7 毛竹茎秆总RNA琼脂糖凝胶电泳图
Figure 7. Total RNA agarose gel electrophoresis of bamboo stalks
-
由图8可知：茎秆7~19节间和叶片Percbl基因表达丰度不同，毛竹叶片Percbl基因相对表达丰度最高，极显著高于茎秆快速生长节间(P＜0.01)，分别是第7、10、13、16、19节间的1.30、2.13、5.41、12.94、18.51倍。随着节间的升高，Percbl基因相对表达量极显著降低(P＜0.01)，第19节间Percbl基因相对表达量最低，极显著低于叶片和第7节间(P＜0.01)，相比分别下降了94.6%和93.0%。
图 8 不同部位毛竹笋竹Percbl基因相对表达量
Figure 8. Relative expression ration of Percbl gene in different parts of the Ph. edulis stems
由图9可知：茎秆7~19节间和毛竹叶片PePEPC基因相对表达量不同，茎秆第7节间PePEPC基因相对表达量最高，极显著高于叶片及各个节间(P＜0.01)，分别是叶片、第10、13、16、19节间的2.43、1.82、2.50、2.95、3.48倍。随着节间的升高，PePEPC基因相对表达量极显著降低(P＜0.01)，第19节间PePEPC基因相对表达量最小，极显著低于叶片和第7节间(P＜0.01)，分别下降了30.1%和71.3%。
图 9 不同部位毛竹笋竹PePEPC基因相对表达量
Figure 9. Relative expression ration of PePEPC gene in different parts of the Ph. edulis stems
-
由图10可知：茎秆7~19节间和毛竹叶片PeNADP-MDH基因相对表达量不同，第7节间PeNADP-MDH基因相对表达量最高，极显著高于叶片及各个节间(P＜0.01)，分别是叶片、10、16、19、22节间的3.43、1.82、2.73、4.73、6.48倍。随着节间的升高，PeNADP-MDH基因相对表达量极显著降低(P＜0.01)，第19节间PeNADP-MDH基因相对表达量最低，极显著低于叶片和第7节间(P＜0.01)，相比分别降低了47.0%和84.6%。
图 10 不同部位毛竹笋竹PeNADP-MDH基因相对表达量
Figure 10. Relative expression ration of PeNADP-MDH gene in different parts of the Ph. edulis stems
由图11可知：茎秆7~19节间和毛竹叶片PeNADP-ME基因相对表达量不同，第7节间PeNADP-ME基因相对表达量最高，极显著高于叶片及各个节间(P＜0.01)，分别是叶片、10、13、16、19节间的3.27、2.25、3.41、3.99、7.89倍。随着节间的升高，PeNADP-ME基因相对表达量极显著降低(P＜0.01)，第19节间PeNADP-ME基因相对表达量最低，极显著低于叶片和第7节间(P＜0.01)，分别降低了58.5%和87.3%。
图 11 不同部位毛竹笋竹PeNADP-ME基因相对表达量
Figure 11. Relative expression ration of PeNADP-ME gene in different parts of the Ph. edulis stems
-
由图12可知：茎秆7~19节间和毛竹叶片PePEP-CK基因相对表达量不同，各个节间PePEP-CK基因相对表达量极显著低于叶片(P＜0.01)，第7~19节间PePEP-CK基因相对表达量无显著性差异。
图 12 不同部位毛竹笋竹PePEP-CK基因相对表达量
Figure 12. Relative expression ration of PePEP-CK gene in different parts of the Ph. edulis stems
由图13可知：茎秆7~19节间和毛竹叶片PePPDK基因相对表达量不同，第7节间PePPDK基因相对表达量最高，极显著高于叶片及各个节间(P＜0.01)，分别是叶片、10、13、16、19节间的5.57、1.39、1.80、2.70、3.46倍。随着节间的升高，PePPDK基因相对表达量逐渐降低，第19节间PePPDK基因相对表达量最低，与第7节相比降低了71.1%(P＜0.01)。
图 13 不同部位毛竹笋竹PePPDK基因相对表达量
Figure 13. Relative expression ration of PePPDK gene in different parts of the Ph. edulis stems
-
植物光合碳固定主要通过C3途径进行，也可由C4途径进行[26-27]。IVANOV等[28]研究发现欧洲赤松Pinus sylvestris树皮和针叶NAD-ME、NADP-ME和PEPC活性较低，认为茎秆光合碳固定主要是C3途径；BERVEILLER等[29]研究发现成年欧洲山毛榉Fagus sylvatica树干和叶片Rubisco及PEPC动力学和免疫学特征与C3植物一致。HIBBERD等[11]研究发现烟草茎和叶柄周围细胞存在类似C4植物的花环束鞘结构，这些细胞NADP-ME、NADP-MDH和PEP-CK活性较高，认为此部位主要以C4途径固定无机碳。本研究中，毛竹茎秆快速生长节间PEPC、NADP-ME、NADP-MDH、PPDK活性均极显著高于叶片，茎秆Rubisco活性均极显著低于叶片，这与王莹等[13]对不同木本植物枝条中C4酶活性普遍高于叶片的研究结果相一致。结合毛竹茎秆存在与C4植物相类似的花环结构[30]，推断毛竹茎秆快速生长阶段茎秆主要通过C4途径固定CO2。除此之外，本研究发现茎秆节位越高C4途径关键酶活性和基因表达越低。这是因为茎秆下部节间已发育成熟竹箨脱落，节间裸露于有光环境中，光合作用活跃；上部节间竹箨未脱落，光不能被茎秆接收，光合作用无法进行，这与王珂杨等[31]对毛竹茎秆中下部节间PSⅡ反应中心活性强，光能转换效率高，上部节间光合功能弱生长缓慢的研究结果相对应。
非同化器官光合固碳方式可能与相关光合酶基因选择性表达密切相关。黑杨Populus nigra中存在与玉米高同源性的PEPC基因，其茎组织有明显高水平选择性表达，对其碳代谢有潜在积极作用[32]。烟草茎和叶柄光合细胞通过优先、特异性地表达高活性NADP-ME、NADP-MDH和PEP-CK固定无机碳[11]。本研究中，毛竹茎秆快速生长节间PeNADP-ME基因和PeNADP-MDH基因相对表达量均极显著高于叶片，茎秆PePEPC基因和PePPDK基因相对表达量均极显著高于叶片，茎秆快速生长节间Rubisco基因Perbcl相对表达量极显著低于叶片，与其酶活性水平具有一致性，这与LI等[32]对杂种黑杨Populus simonii × P. nigra茎组织PsnPEPC2基因高水平表达的研究结果类似。表明毛竹茎秆由C4途径固定无机碳可能受基因水平的调控，茎秆内PEPC催化无机碳羧化形成草酰乙酸，之后主要通过NADP-ME型和NAD-ME型通路由NADP-ME和NADP-MDH进行转化，这与烟草叶柄和芹菜中C4同化途径类似[11]。毛竹茎秆速生时期以C4途径固定无机碳可能是其能进行高效生长的重要原因之一。
植物组织用于光合作用的CO2主要来源于大气，一些木本植物茎秆、树干组织气孔较少，外皮层组织间排列紧密，气体通透性差，大气CO2难以扩散进茎秆皮层绿色组织[6]。木本植物树枝和茎秆光合作用普遍被认为利用内部代谢及呼吸产生的CO2[5]。根系吸收的无机碳盐和自身组织呼吸作用释放的CO2会被装载到木质部液流供茎秆光合细胞重新固定利用[11]。本研究中，毛竹茎秆表皮不具气孔，大气CO2不能由气孔扩散进皮层组织[30]，茎秆内部测得高浓度CO2(数据未显示)，这与ZACHARIAH等[33]对竹腔中空部具高浓度CO2和气体正压的研究结果相一致。表明茎秆处于高CO2低氧气(O2)环境，这与C4植物维管束细胞所处环境类似[6,34]，PEPC在高CO2环境下往往活性更强[35]，茎秆内部组织呼吸作用所产生的CO2被其羧化吸收重新固定。一方面避免了呼吸碳外排损耗，碳利用更加节约成本[5,34,36]；另一方面，其二次积累产生的糖类支持茎秆进行快速生长，释放的O2在一定程度上缓解了茎秆组织内部缺氧状态和潜在酸化威胁[37]，毛竹茎秆这种特殊固碳机制可能是其能进行快速生长的重要原因之一。
综上所述，毛竹快速生长期茎秆主要以C4途径固定CO2，NADP-ME和NAD-ME型是茎秆进行C4途径的主要通路；茎秆C4途径主要用于竹腔内部高浓度CO2再固定，形成的碳水化合物被茎秆快速生长再利用，这在一定程度上减少了自身碳损耗，为进一步解析毛竹茎秆快速生长机制提供理论依据。
Activities of key enzymes involved in photosynthesis and expression patterns of corresponding genes during rapid growth of Phyllostachys edulis
-
摘要:
目的 揭示毛竹Phyllostachys edulis快速生长期茎秆光合碳同化规律。 方法 以毛竹笋竹为试材，采用分光光度法测定了毛竹茎秆和成熟叶片核酮糖-1,5-二磷酸氧合酶(Rubisco)、磷酸烯醇式丙酮酸羧化酶(PEPC)、NADP-苹果酸酶(NADP-ME)、NADP-苹果酸脱氢酶(NADP-MDH)、PEP羧激酶(PEP-CK)、磷酸烯醇式丙酮酸双激酶(PPDK)活性，运用实时荧光定量聚合链式反应(qPCR)对相应部位光合关键酶基因相对表达量进行分析。 结果 茎秆7~19节间Rubisco活性均极显著低于叶片(P＜0.01)，随着节间的升高，Rubisco活性逐渐降低；茎秆中PEPC、NADP-ME、NADP-MDH、PPDK活性在第7节间最高，分别是叶片的3.01倍、5.69倍、4.46倍、4.05倍(P＜0.01)，随着节间的升高，酶活性均极显著降低(P＜0.01)。茎秆中PePEPC、PeNADP-ME、PeNADP-MDH、PePPDK基因表达量在第7节间最高，分别是叶片的3.48、7.89、6.48、3.46倍(P＜0.01)，随着节间的升高，这些基因表达量均极显著降低(P＜0.01)。 结论 毛竹快速生长期茎秆主要以NADP-ME和NAD-ME途径对竹腔内部高浓度二氧化碳(CO2)再固定，减少自身碳损耗，形成的碳水化合物被茎秆快速生长再利用。图13表1参37 Abstract:Objective The aim is to reveal the law of photosynthetic carbon assimilation of Phyllostachys edulis stem during rapid growth period. Method The activities of ribulose-1,5-diphosphate oxidase (Rubisco), phosphoenolpyruvate carboxylase (PEPC), NADP-malate (NADP-ME), NADP-malate dehydrogenase (NADP-MDH), PEP carboxykinase (PEP-CK) and phosphoene alcohol pyruvate double kinase (PPDK) in the stems of different internodes of Ph. edulis shoots and mature leaves were determined by spectrophotometry, the relative expression of photosynthetic key enzyme genes in the corresponding parts was analyzed by real-time fluorescence quantitative polymerase chain reaction (qPCR). Result The Rubisco activity of the 7−19 internodes of the stems was significantly lower than that of the leaves (P＜0.01). With the increase of the internodes, the Rubisco activity gradually decreased first. The activities of PEPC, NADP-ME, NADP-MDH and PPDK in the stems were the highest among the 7th internodes, which were 3.01 times, 5.69 times, 4.46 times and 4.05 times of the leaves (P＜0.01), with the increase of internodes, the activity of PEPC, PPDK, NADP-ME and NADP-MDH first significantly reduced (P＜0.01). The gene expression levels of PePEPC, PeNADP-ME, PeNADP-MDH and PePPDK in the stems were the highest among the 7th nodes, which were 3.48 times, 7.89 times, 6.48 times and 3.46 times of the leaves (P＜0.01). Increased, PePEPC, PeNADP-ME, PeNADP-MDH, PePPDK gene expression was significantly reduced (P＜0.01). Conclusion The fast growing stems of Ph. edulis mainly fix the high concentration of CO2 in the bamboo cavity through the NADP-ME and NAD-ME pathways to reduce their own carbon loss, and the carbohydrates formed are rapidly grown and reused by the stalks. [Ch, 13 fig. 1 tab. 37 ref.] -
Key words:
- Phyllostachys edulis /
- stem /
- photosynthetic enzyme /
- gene expression /
- C4 pathway
-
植物的蒸腾作用是其水分利用的主要方式，拉动水分在“土壤—植物—大气”连续体体系中不断循环迁移。蒸腾耗水与植物生命表征直接联系，决定着植物的水分盈缺和灌溉与否[1]。对活立木蒸腾耗水的准确测定，可以为低耗水树种选择、合理密度配置以及城市园林绿化等工作提供理论依据和参考[2]。树木蒸腾耗水产生的水势差会拉动水分通过木质部向上运输进而形成液流，因此树干液流可作为评估树木蒸腾耗水能力的一项重要指标[3-4]。目前，有多种方法可以评估树木蒸腾耗水能力，多数是通过测定树木液流速率来估算蒸腾耗水量和耗水能力。不同树干液流测定方法测量精度不同，在选择树干液流速率测量方法时需要考虑实验研究目的、活立木树种的生理条件和实验研究所处的自然环境等因素。目前液流速率的测量主要有同位素示踪法和热技术法[5] 2类。其中同位素示踪法通过将化学同位素作为示踪剂注射到树木木质部，从而检测树木液流速率；但该方法在野外应用不便，且测定精度较低，有待改进[6]。利用热技术法测定树干液流不受外界环境和树木自身结构影响，安装布置操作相对简易，并且对树木组织结构损伤较小，具有一定的应用优势[7]，因此被广泛应用于树干液流测定、液流速率与环境因子的关系研究中[8-10]。如王檬檬等[11]应用热技术法研究了晋西黄土区苹果Malus pumila树液流速率与太阳辐射、大气水份等的关系；温淑红等[12]应用热技术法分析了宁南黄土陵区山桃Amygdalus davidiana树树干液流速率与太阳辐射、温度、风速的关系；杨洁等[13]应用热技术法研究了树干液流时滞效应，并精确估算树木的蒸腾耗水；还有学者[14-15]应用热技术法探究树干木质部径向不同深度的液流速率和不同时间尺度下的液流速率特征等。目前常用的测量树干液流的热技术法主要有热脉冲法(Heat Pluse Velocity Method，HPVM)、热平衡法、热扩散法、热场变形法以及外热比法等，前3种方法在国内应用较多，后2种方法在国外有较为详细的应用描述，但在国内的研究有限。鉴于此，本研究综述了现有的树干液流无损检测方法，阐述这些方法的基本原理、装置布置、应用领域和最新研究案例，对不同热技术方法的测量精度、适用范围、潜在优势以及今后改进方向等方面进行讨论和比较，并对不同研究目标和实验条件下适用的测定方法给出建议，展望各自在液流研究方面的应用前景。
1. 基于热技术的液流检测方法
1.1 热脉冲法
热脉冲法最早由HUBER等[16]提出，首次用热作为液体流动的示踪剂，利用热脉冲测量植物液流速率。该装置由加热元件和2个热电偶组成探针块，通过测量加热器发出热脉冲随着液流上升到达热电偶处所需的时间，计算液流速率(图1A)。由于热传导和对流会使得测量结果偏高，MARSHALL[17]利用热流方程建立了热脉冲法的模型框架，为热脉冲法的进一步发展提供了理论基础。
基于脉冲加热的方法包括补偿热脉冲法、最大温差法(T-max法)以及热比率法。其中补偿热脉冲法(Compensation Heat Pulse Method，CHPM)通过测量2个对称放置在线性加热器两侧的温度传感器达到相同温度时的时间来计算液流密度，该装置安装探针时会对周围木材组织造成损伤而导致液流速率失真，因此需要根据不同探针间距设置校正参数[18]，从而使液流速率的测量值更接近真实值。T-max法[19]的装置由加热器和1个温度探针组成，通过记录从发出热脉冲至温度探针到达最大温度时的时间，再根据MARSHALL的基础理论计算液流速率。该方法设备简单，仅需确定被测树干边材的导热系数，即可计算树干液流密度。热比率法(Heat Ratio Method，HRM)基于补偿热脉冲法提出[20]，测量范围可以达到零值甚至延伸至负值，其装置由1个加热器和2个安装在加热器上下游的温度探针组成，通过测定2个探针的增温比即可计算液流速率。
1.2 热平衡法
热平衡法(Heat Balance Method，HBM)的原理是当树干内通过一定量液流时，加热元件作为热源会向树干提供已知的热量，直至树干温度趋于稳定。若不考虑热传导以及隔热层损失热量，热源提供的热量应与被液流带走的热量相等，可根据这种热平衡关系计算液流速率。热平衡法可分为茎热平衡法和树干热平衡法[21]。
1.2.1 茎热平衡法
茎热平衡法(Stem Heat Balance，SHB)[22]以环形加热元件作为热源，提供稳定的热量，热量散失途径包括树干液流带走、热传导向树干上下方散失和对流散失。装置(图1B)设计为包裹式，利用包裹式隔热层(通常为聚苯乙烯泡沫)防止热辐射造成的热量散失(树干周围的热辐射忽略不计)。加热元件上下方安装2对热电偶，用来测定液流通过后的温差，依据热量平衡关系计算液流。SHB法适用于测定胸径较小的树干，其优点是检测时不需要标定，不需要将热电偶插入树干中，对树木无直接损伤。
1.2.2 树干热平衡法
树干热平衡法(Trunk Heat Balance，THB)[23]的原理与茎热平衡法类似，均通过热量平衡关系计算液流，不同点是THB法测量装置(图1C)由插入树干的加热片和1对热电偶组成，2个热电偶分别安装在紧挨加热片上端(温度场最大值)和加热片下端(不受温度场影响)位置，通过记录液流通过前后树干温度差来计算液流。THB法同样不需要标定，并且可测定胸径较大的树干。但THB法设备较多，安装相对复杂，易对树干造成微损伤。目前热平衡法的应用较为广泛，通常用来研究环境因子与液流速率的关系以及耗水特性。
1.3 热扩散法
热扩散法(Thermal Dissipation Method，TDM)[24]又称Granier法，是目前应用最广泛的液流测定方法。该装置(图1D)包含2个传感器探针，沿液流方向插入树干中。下游(上部)探针包括加热元件(长约20 mm)，并缠绕在装有热电偶的钢针上，热电偶尖端正对加热元件的中间；下游(上部)探针不加热，用作参考探头，以测量木质部的环境温度。工作时下游探针以恒定功率(0.2 W)连续加热，受液流的散热影响，2个探头间存在温度差异，因此可通过温差与液流速率间的关系计算液流速率。
TDM法常用来研究树干液流与环境因子的关系。万艳芳等[25]应用热扩散技术测定并分析了青海云杉Picea crassifolia树干液流密度与环境因子的关系，确定液流密度的主要环境影响因子是太阳辐射。朱敏捷等[26]利用热扩散法测定了尾叶桉Eucalyptus urophylla树干液流，研究了树干液流的方位差异以及与环境因子的关系。姚增旺等[27]应用热扩散探针测定梭梭Haloxylon ammodendron树干液流，研究了树干液流与环境因子之间的时滞效应。另外，通过测定单株树干液流还可以推算林分蒸腾量。王志超等[28] 研究了林分蒸腾耗水规律后发现：忽略夜间林分蒸腾耗水量会导致对林分蒸腾耗水量的估计不准确。
1.4 热场变形法
基于热脉冲法测量树木液流密度时，需要测量热脉冲前后温度，获得温度差，这就要求木材具有较高的热稳定性；热脉冲法两侧测量需要时间间隔，可以测得液流密度的最大值为45 cm3·cm−2·h−1，说明该方法具有一定的局限性。为解决以上问题，NADEZHDINA等[29]提出了热场变形法(Heat Field Deformation，HFD)，通过记录线性加热器周围的木质部中不同径向位置的热场变化，将热场变形与树干木质部的液流密度联系起来。热场变形法液流检测系统(图1E)包括3个探针和1个加热器，其中2个探针沿轴向对称安装在加热器的上游和下游，另1个探针沿切向平行于加热器水平安装在加热器侧边，轴向探针测量对称温差，切向探针测量不对称温差。通过测定加热器周围轴向和切向的温度差来表征由树液流动而产生的热场变化，进而确定液流密度。液流密度q (cm3·cm−2·h−1)的一般计算公式为：
$$ q=3\; 600D_{{\rm{st}}}(K＋T_{{\rm{s}}-{\rm{a}}})/T_{{\rm{as}}}Z_{{\rm{ax}}}Z_{{\rm{tg}}}L_{{\rm{sw}}}。 $$ 其中：Dst表示树干边材热扩散率(m2·s−1)；(K＋Ts-a)/Tas表示温差比率；ZaxZtg表示传感器探针间距离的校正因子；Lsw表示边材深度。K表示零液流下Ts-a的绝对值，其中Ts-a为Tsym与Tas的差。Tsym表示对称探针间的温差；Tas表示非对称探针间的温差；Zax表示轴向上游探针与加热器的距离；Ztg表示切向探针与加热器的距离。
HFD传感器也可以记录反向流量，即将Tsym改为负值。因此，计算公式转换为：
$$ q＝－3 \;600D_{{\rm{st}}}(－K+T_{{\rm{s}}-{\rm{a}}})/T_{{\rm{as}}}Z_{{\rm{ax}}}Z_{{\rm{tg}}}L_{{\rm{sw}}}。 $$ 用HFD法测量液流密度，非零液流下，利用线性外推法能准确测得零液流密度，相比其他热技术方法优势显著。同时HFD法结合了对称与非对称温差测量，利用对称温差测量低液流密度较为有效，而测得的高液流密度与实际蒸腾量线性关系不显著，因此高液流密度准确性不够[30]。而利用非对称温差测量是中高液流密度准确性较高。因此，HFD法对于低液流量和高液流量都可以准确测定。
HFD法广泛应用于液流指数(the sap flow index，SFI) 的测定。SFI是植物水分状况的敏感指标，用来决定植物是否需要灌溉。SFI值通过在加热器周围轴向等距安装差动热电偶测得，是液流速率测定的原始数据之一[31]。此外，HFD法可以直接监测木质部的水分运动[32]，通过沿着木质部半径的不同深度，用围绕普通线性加热器的传感器进行液流测定，具有快速响应和高度敏感的特性。NADEZHDINA[33]在对枫树Acer spp. 水运输路径的研究中，利用HFD法测定枫树木质部液流，证实了枫树的维管结构具有完整拓扑结构。
1.5 外热比法
外热比法(External Heat-Ratio，EHR)是在热比率法的基础上提出的，用外部加热元件代替插入式加热元件，其基本原理与激光脉冲法(laser heat-pulse gauge，LHPG)类似。不同点是后者用近红外激光源代替插入式加热元件，并通过红外摄像机从外部监控热量传播，热脉冲速度由温度数据确定，并与液流速率相关。HELFTER等[34]利用激光脉冲法对小茎木本植物的液流速率进行了测定，发现小茎木本植物韧皮部与木质部液流速率几乎一致。CLEARWATER等[35]首次提出了外热比法(图1F)，将1个微型外部加热器(电子芯片电阻)和温度传感器(精密热电偶)粘在软木块上，并压在茎干表面。释放热脉冲后，根据2个热电偶的增温比来计算液流密度。利用外热比法可以测定灌木液流速率[36]，研究植物水动力学，对直径较小的茎干具有良好的适用性。外热比法最小可测直径为5 mm，可测液流密度为0.36~50.00 cm3·cm−2·h−1，较少应用于直径较大的茎干。因此，下一步可改进EHR技术，用于测定较大茎段植物的液流密度。
2. 问题与建议
2.1 热技术方法的不足与改进
探针的使用会对树干边材造成一定的破坏，使得探针处树干边材的热均匀性改变，从而降低测量结果的准确性。GREEN等[37]用二维的“热-液流”模型确定不同伤口大小的校正因子，给出了补偿脉冲法和T-max法的校正因子表，并通过比较美洲黑杨Populus deltoides与白柳Salix alba的液流通量值与实际蒸腾速率值的关系证明了校正因子的有效性。TESTI等[38]在补偿热脉冲法的基础上提出了校准平均梯度法(calibrated average gradient，CAG)，有效测定了低速液流，使用也较为简易。
LANGENSIEPEN等[39] 发现：为更好地适应小麦Triticum aestivum茎的解剖结构和热物理特性，在应用茎热平衡法测量小麦液流速率时，通过引入降噪方程可有效提高液流计的测量精度。TRCALA等[40]利用热场变形法的温度场理论，通过改变传感器的几何形状(从垂直到水平)来改善热平衡法的传感性能，实现了零液流和反向液流的测定。这种方法也被称为线性热平衡法[41]，是从基础传导—对流传热方程解析得出的精确方程，不仅提高了液流测定的精度，而且基于热导率信息实现了水含量的估算。NAKANO等[42]发现：对金柑Fortunella crassifocia进行环剥处理后，可利用热平衡法测定其韧皮部和木质部的液流速率。
TDM法测定液流速率需要估算线性回归关系，确定零液流状态下的温差，而这个过程会产生一定误差[43]，许多情况下准确性受到质疑[44]。因此用热扩散法确定树木的蒸腾量时，有必要对测量树种液流量估计方程进行校准[45-47]。
外热比法也存在一些不足。首先，大多数加热传感器从加热芯片的中心到两侧感温元件有一定的窄间距。随着热量沿横截面向内传播和沿茎轴上下传播，热量到达木质部导管时变得非常分散，来自液流的热比率信号会减弱。其次，加热器和温度传感器被安置在1个矩形的不导电硅酮/软木块中，无法有效隔绝环境温度对检测温度的影响，增加了液流检测结果的误差。再次，矩形加热芯片横压在圆柱形树干上，载荷不均匀，加热器元件使用窄的矩形芯片电阻，比圆形芯片更容易断开。为此，王胜[48]开发了1种新设计的EHR加热传感器，增加了加热元件至温度传感器的间距，使之更适应直径较大的茎干。改良后的装置茎干直径检测范围扩大，可用于胸径较小的树木测量。
2.2 基于热技术液流速度测量的常用方法比较
目前，基于热技术的树干液流测定方法日趋完善，不同方法具有相对应的优势和劣势。由表1可知：不同热技术方法液流测定装置均包括为加热器提供能量的能量供应单元和用于收集检测数据的数据记录仪。具体来看，热脉冲法不受环境条件以及树冠结构及根系特性的影响，装置简洁，但存在一定的灵敏度和精度问题。热平衡法无需标定，测量精度有所提高，但仅适于测定高液流密度。热扩散法是目前研究蒸腾耗水特性应用最广泛的方法，测定结果较准确，仪器成本较低，安装简单，有较成熟的商业化产品，但测定结果容易被低估。热场变形法操作复杂，应用较少，但该方法能够准确测定零液流以及逆向液流，测定精度与范围也有很大的提升。外热比法与激光脉冲法均可实现精确的零破坏检测，但仅适用于胸径较小的树干，另外，激光脉冲法装置成本昂贵，未能普及。
表 1 树干液流的测定方法对比Table 1 Comparison of methods for sap flow measurement方法 装置 优点 缺点 热脉冲法 加热器，2个热电偶 不受环境条件，树冠结构及根系特性的影响，简洁准确， 经济可行[49] 存在测定精度问题[37−38] 热平衡法 探针，加热元件 无需标定，进一步提高了测量精度[22−23] 不适用于液流速率较高的 植物[50] 热扩散法 加热探针，参照探针 测定结果较准确，仪器成本较低，安装简单，有较成熟的 商品化产品[51] 液流可能被低估[43] 激光热脉冲法 近红外激光源，红外摄像机 无须将热源插入植物茎干内，避免对茎干内组织破坏而造 成误差[34] 成本较高 热场变形法 加热器，3根探针 能够准确地测定零液流量以及逆向液流[52] 测定过程较复杂[29] 外热比法 微型外部加热传感器 精确、无损地测定胸径较小的树干中的双向液流[53] 微型外部量规的配置尚存 在问题[35−36] 2.3 活立木液流测定方法选择建议
利用热技术方法测定液流速率，可以精确估算树木蒸腾耗水量[54]，但不同热技术方法的测量精度、测定范围以及适用性不尽相同，实际应用时应根据不同实验条件选择不同的热技术方法。选择热技术方法测定树干液流通常需要考虑树木胸径大小、热技术方法的误差范围、热技术方法的测定精度、热技术方法的可行性等因素。
首先，不同胸径活立木应选用不同的热技术方法，外热比法和茎热平衡法适合测定胸径较小的树木，树干热平衡法适合测定胸径较大的树木。其次，不同热技术方法可测得的液流速率范围不同，补偿热脉冲法、T-max法以及热扩散法测定低速液流的误差较大，茎热平衡法测定高液流速率时误差较大，热比率法和热场变形法测定液流范围较广。热场变形法和外热比法可以测定逆向液流，热场变形法还可以准确测定零液流。热脉冲法、热平衡法和热扩散法较成熟[55]，应用较广泛，可行性较高。另外，将不同测定范围的热技术方法组合使用，可以有效提高测定精度。不同植物的液流速率不同。向日葵Helianthus annuus和玉米Zea mays等植物的液流速率相对较低，在利用T-max方法测定时，测量值总是略高于实际值[56]；换成热比率法测定也不够精确，而采用T-max法与热比率法组合测量则较为准确。
3. 热技术方法应用展望
利用热技术方法测定液流速率约80多年的研究，方法不断得到改进与创新，在校准度、测定范围和测定精度上均有所提高，同时，实验操作不断简化，数据实现自动化采集和存储，并逐步实现连续时间以及多层空间的同步测定[57]。其中，热脉冲法、热平衡法、热扩散法经一系列的发展与完善，极大程度上减小了测量误差[58]。热扩散法还形成了成熟的商业化产品，并得到了广泛的应用。虽然利用外热比法和热场变形法测定活立木液流速率的研究有限，但外热比法实现了精确的零破坏检测，热场变形法液流速率测定范围广，并可准确的测定零液流和逆向液流。在利用外热比法测定液流速率时，需要针对不同样本以及实验条件设计不同的量规，这是外热比法的不足之处。因此，外热比法和热场变形法亟待更为深入研究。
目前，热技术方法成为液流测量的首要选择。在未来，应用热技术测定树干液流仍需关注以下热点：在完善研究活立木蒸腾耗水特点的同时，结合土壤生物因子和气象因子与树干液流的关系，进一步深入研究活立木生理作用；从微观和宏观方面监控水分运动，研究水分利用与树木生长的关系；在生产实际方面，进一步完善活立木单株和森林林区的数据监控，为实现高效的林区治理提供有力依据。
-
图 1 毛竹茎秆不同节间Rubisco初始活性变化
Figure 1 Changes of initial activity of Rubisco in different internodes of the Ph. edulis stems
图 2 毛竹茎秆不同节间PEPC活性变化
Figure 2 Changes of activity of PEPC in different internodes of the Ph. edulis stems
图 3 毛竹不同部位NADP-MDH活性变化
Figure 3 Changes of activity of NADP-MDH in different internodes of the Ph. edulis stems
图 4 毛竹不同部位NADP-ME活性变化
Figure 4 Changes of activity of NADP-ME in different internodes of the Ph. edulis stems
图 5 毛竹不同部位PEP-CK活性变化
Figure 5 Changes of activity of PEP-CK in different internodes of the Ph. edulis stems
图 6 毛竹不同部位PPDK活性变化
Figure 6 Changes of activity of PPDK in different internodes of the Ph. edulis stems
图 8 不同部位毛竹笋竹Percbl基因相对表达量
Figure 8 Relative expression ration of Percbl gene in different parts of the Ph. edulis stems
图 9 不同部位毛竹笋竹PePEPC基因相对表达量
Figure 9 Relative expression ration of PePEPC gene in different parts of the Ph. edulis stems
图 10 不同部位毛竹笋竹PeNADP-MDH基因相对表达量
Figure 10 Relative expression ration of PeNADP-MDH gene in different parts of the Ph. edulis stems
图 11 不同部位毛竹笋竹PeNADP-ME基因相对表达量
Figure 11 Relative expression ration of PeNADP-ME gene in different parts of the Ph. edulis stems
图 12 不同部位毛竹笋竹PePEP-CK基因相对表达量
Figure 12 Relative expression ration of PePEP-CK gene in different parts of the Ph. edulis stems
图 13 不同部位毛竹笋竹PePPDK基因相对表达量
Figure 13 Relative expression ration of PePPDK gene in different parts of the Ph. edulis stems
表 1 引物序列
Table 1. Primers used in this study
基因名 5′→3′ 3′→5′ PeNTB TCTTGTTTGACACCGAAGAGGAG AATAGCTGTCCCTGGAGGAGTT Percbl ATCGTGCTCGCGGTATCTTT ATTTCGGTCAGAGCTGGCAT PePEPC TCGAGGGTTCGGACTGTTTGG GAGTTGGCTGAGTTCTTCGGA PeNADP-MDH CTGGATTTGGCCTTGGTGTTG TGTGCGCGGATATTTTTCTG PeNADP-ME TTTAGTGCAGAAGATCGTGGGG ATGCCAATACCTTGCACTCCC PePEP-CK CAGTACCACCACCACTACACCAC CTGGACGTGATGAACGAACCC PePPDK GAAACGTACGGGCAAAAGTG GCTCTACCATCTTGATCGCTG 
下载: 导出CSV
-
[1] WEISS D, SCHÖNFELD M, HALEVY A H. Photosynthetic activities in the Petunia corolla [J]. Plant Physiol, 1988, 87(3): 666 − 670. [2] XU Huilian, GAUTHIER L, DESJARDINS Y, et al. Photosynthesis in leaves, fruits, stem and petioles of greenhouse-grown tomato plants [J]. Photosynthetica, 1997, 33(1): 113 − 123. [3] CHOMICKI G, BIDEL L P R, MING Feng, et al. The velamen protects photosynthetic orchid roots against UV-B damage, and a large dated phylogeny implies multiple gains and losses of this function during the Cenozoic [J]. New Phytol, 2015, 205(3): 1330 − 1341. [4] SUI Xiaolei, SHAN Nan, HU Liping, et al. The complex character of photosynthesis in cucumber fruit [J]. J Exp Bot, 2017, 68(7): 1625 − 1637. [5] ASCHAN G, PFANZ H. Non-foliar photosynthesis: a strategy of additional carbon acquisition [J]. Flora-Morphol Distrib Funct Ecol Plants, 2003, 198(2): 81 − 97. [6] 蔡锡安, 曾小平, 陈远其. 树干皮层光合作用: 生理生态功能和测定方法[J]. 生态学报, 2015, 35(21): 6909 − 6922. CAI Xi’an, ZENG Xiaoping, CHEN Yuanqi. Stem corticular photosynthesis: ecophysiological functions and their measurement [J]. Acta Ecol Sin, 2015, 35(21): 6909 − 6922. [7] LIU Junxiang, GU Lin, YU Yongchang, et al. Stem photosynthesis of twin and its contribution to new organ development in cutting seedlings of Salix matsudana Koidz [J]. Forests, 2018, 9(4): 207 − 218. [8] ÁVILA-LOVERA E, HARO R, EZCURRA E, et al. Costs and benefits of photosynthetic stems in desert species from southern California [J]. Funct Plant Biol, 2019, 46(2): 175 − 186. [9] ÁVILA-LOVERA E, TEZARA W. Water-use efficiency is higher in green stems than in leaves of a tropical tree species [J]. Trees, 2018, 32(6): 1547 − 1558. [10] BROWN W V. Variations in anatomy, associations, and origins of Kranz tissue [J]. Am J Bot, 1975, 62(4): 395 − 402. [11] HIBBERD J M, QUICK W P. Characteristics of C4 photosynthesis in stems and petioles of C3 flowering plants [J]. Nature, 2002, 415(6870): 451 − 454. [12] SHEN Weijun, YE Luhuan, MA Jing, et al. The existence of C4-bundle-sheath-like photosynthesis in the mid-vein of C3 rice [J]. Rice, 2016, 9(1): 1 − 14. [13] 王莹, 王文杰, 许慧男, 等. 3种C3木本植物绿色组织C4酶活性, 色素含量及叶绿素荧光参数的比较[J]. 植物研究, 2011, 31(4): 461 − 466. WANG Ying, WANG Wenjie, XU Huinan, et al. Comparison of 5 species C4 enzymes activities, pigments contents and chlorophyll fluorescence parameters in leaf and branch chlorenchyma of 3 species C3 woody plants [J]. Bull Bot Res, 2011, 31(4): 461 − 466. [14] 温星, 程路芸, 李丹丹, 等. 毛竹叶片发育过程中光合生理特性的变化特征[J]. 浙江农林大学学报, 2017, 34(3): 437 − 442. WEN Xing, CHENG Luyun, LI Dandan, et al. Photosynthetic characteristics in the development process of Phyllostachys edulis [J]. J Zhejiang A&F Univ, 2017, 34(3): 437 − 442. [15] 陈登举, 高培军, 吴兴波, 等. 毛竹茎秆叶绿体超微结构及其发射荧光光谱特征[J]. 植物学报, 2013, 48(6): 635 − 642. CHEN Dengju, GAO Peijun, WU Xingbo, et al. Chloroplast ultrastructure and emission fluorescence spectrum characteristics for stems of Phyllostachys pubescens [J]. Chin Bull Bot, 2013, 48(6): 635 − 642. [16] 翟建云, 孙建飞, 马元丹, 等. 毛竹快速生长期茎秆不同节间碳水化合物代谢的变化[J]. 竹子学报, 2018, 37(1): 42 − 48. ZHAI Jianyun, SUN Jianfei, MA Yuandan, et al. Changes of carbohydrates metabolism in different internodes of Phyllostachys edulis during rapid growth period [J]. J Bamboo Res, 2018, 37(1): 42 − 48. [17] 方楷, 杨光耀, 杨清培, 等. 毛竹成竹过程中内源激素动态变化[J]. 江西农业大学学报, 2011, 33(6): 1107 − 1111. FANG Kai, YANG Guangyao, YANG Qingpei, et al. Dynamic changes of endogenesis hormone in bamboo formation course (Phyllostachys edulis) [J]. Acta Agric Univ Jiangxi, 2011, 33(6): 1107 − 1111. [18] LIU Jun, CHENG Zhanchao, XIE Lihua, et al. Multifaceted role of PheDof12-1 in the regulation of flowering time and abiotic stress responses in moso bamboo (Phyllostachys edulis) [J]. Int J Mol Sci, 2019, 20(2): 424 − 436. [19] PENG Zhenhua, LU Ying, LI Lubin, et al. The draft genome of the fast-growing non-timber forest species moso bamboo (Phyllostachys heterocycla) [J]. Nat Genet, 2013, 45(4): 456 − 461. [20] BERVEILLER D, DAMESIN C. Carbon assimilation by tree stems: potential involvement of phosphoenolpyruvate carboxylase [J]. Trees, 2008, 22(2): 149 − 157. [21] 姜振升, 孙晓琦, 艾希珍, 等. 低温弱光对黄瓜幼苗Rubisco与Rubisco活化酶的影响[J]. 应用生态学报, 2010, 21(8): 2045 − 2050. JIANG Zhensheng, SUN Xiaoqi, AI Xizhen, et al. Responses of Rubisco and Rubisco activase in cucumber seedlings to low temperature and weak light [J]. J Appl Ecol, 2010, 21(8): 2045 − 2050. [22] JOHNSON H S, HATCH M D. Properties and regulation of leaf NADP-malate dehydrogenase and ‘malic’ enzyme in plants with the C4 dicarboxylic acid pathway of photosynthesis [J]. Biochem J, 1970, 119(2): 273 − 280. [23] BURNELL J N. Purification and properties of phosphoenolpyruvate carboxykinase from C4 plants [J]. Funct Plant Biol, 1986, 13(5): 577 − 587. [24] HATCH M D, SLACK C R. Pyruvate, Pi dikinase from leaves [J]. Methods Enzymol, 1975, 42: 212 − 219. [25] LIVAK K J, SCHMITTGEN T D. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2− ΔΔCt method [J]. Methods, 2001, 25(4): 402 − 408. [26] HATCH M D. C4 photosynthesis: a unique elend of modified biochemistry, anatomy and ultrastructure [J]. Biochim Biophys Acta (BBA)-Rev Bioenerg, 1987, 895(2): 81 − 106. [27] CACEFO V, RIBAS A F, ZILLIANI R R, et al. Decarboxylation mechanisms of C4 photosynthesis in Saccharum spp. : increased PEPCK activity under water-limiting conditions [J]. BMC Plant Biol, 2019, 19(1): 144 − 157. [28] IVANOV A G, KROL M, SVESHNIKOV D, et al. Characterization of the photosynthetic apparatus in cortical bark chlorenchyma of Scots pine [J]. Planta, 2006, 223(6): 1165 − 1177. [29] BERVEILLER D, VIDAL J, DEGROUARD J, et al. Tree stem phosphoenolpyruvate carboxylase (PEPC): lack of biochemical and localization evidence for a C4‐like photosynthesis system [J]. New Phytol, 2007, 176(4): 775 − 781. [30] 王星星, 刘琳, 张洁, 等. 毛竹出笋后快速生长期内茎秆中光合色素和光合酶活性的变化[J]. 植物生态学报, 2012, 36(5): 456 − 462. WANG Xingxing, LIU Lin, ZHANG Jie, et al. Changes of photosynthetic pigment and photosynthetic enzyme activity in stems of Phyllostachys pubescens during rapid growth stage after shooting [J]. J Plant Ecol, 2012, 36(5): 456 − 462. [31] 王柯杨, 卜柯丽, 马元丹, 等. 毛竹茎秆发育过程中不同节间叶绿素荧光的变化[J]. 浙江农林大学学报, 2019, 36(4): 697 − 703. WANG Keyang, BU Keli, MA Yuandan, et al. Changes of chlorophyll fluorescence in different internodes during Phyllostachys edulis stem development [J]. J Zhejiang A&F Univ, 2019, 36(4): 697 − 703. [32] LI Yuan, DONG Xiumei, JIN Feng, et al. Histone acetylation modifications affect tissue-dependent expression of poplar homologs of C4 photosynthetic enzyme genes [J]. Front Plant Sci, 2017, 8: 950. [33] ZACHARIAH E J, SABULAL B, NAIR D N K, et al. Carbon dioxide emission from bamboo culms [J]. Plant Biol, 2016, 18(3): 400 − 405. [34] 王文杰, 祖元刚, 王慧梅. 林木非同化器官树枝(干)光合功能研究进展[J]. 生态学报, 2007, 27(4): 1583 − 1595. WANG Wenjie, ZU Yuangang, WANG Huimei. Review on the photosynthetic function of non-photosynthetic woody organs of stem and branches [J]. Acta Ecol Sin, 2007, 27(4): 1583 − 1595. [35] VUORINEN A H, KAISER W M. Dark CO2 fixation by roots of willow and barley in media with a high level of inorganic carbon [J]. J Plant Physiol, 1997, 151(4): 405 − 408. [36] BLOEMEN J, MCGUIRE M A, AUBREY D P, et al. Transport of root-respired CO2 via the transpiration stream affects aboveground carbon assimilation and CO2 efflux in trees [J]. New Phytol, 2013, 197(2): 555 − 565. [37] PFANZ H, ASCHAN G, LANGENFELD-HEYSER R, et al. Ecology and ecophysiology of tree stems: corticular and wood photosynthesis [J]. Die Naturwissenschaften, 2002, 89(4): 147 − 162. -
-
链接本文:
https://zlxb.zafu.edu.cn/article/doi/10.11833/j.issn.2095-0756.20200277
点击查看大图
计量
- 文章访问数: 2158
- HTML全文浏览量: 425
- PDF下载量: 112
- 被引次数: 0
