下载:
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低温是影响植物生长发育、限制植物生产力和世界各地物种分布的重要因素之一[1−3]。低温胁迫包括寒冷(0~15 ℃)胁迫和冷冻(＜0 ℃)胁迫[4]。冷应激通常会导致植物生理变化，如与离子泄漏相关的细胞膜损伤、脯氨酸(Pro)含量的变化、活性氧自由基(ROS)的积累等[5−8]，同时会刺激一些抗应激酶的积累，如超氧化物歧化酶(SOD)以及过氧化物酶(POD)的积累[9−11]，作为保护酶系统，以限制自由基的水平，保持抗氧化剂和自由基之间的平衡。在已知的低温胁迫基因调控模型中，冷应激首先作用于信号感知和转导途径，诱导转录调控，从而激活多种冷调节蛋白(COR) [12−13]，以提高植物对环境胁迫的耐受性[14]。C-环肽结合转录因子(CBF)途径是植物体内重要的、研究得较清楚的冷响应途径，该途径通过 ICE-CBF-COR信号通路介导[15−16]。低温胁迫下CBF基因的表达受多个转录因子的正负调控[17]，ICE(inducer of CBF expression)基因是CBFs[C-repeat-binding factors，又称dehybration responsive element factors (DREBs)]冷响应通道上游调控因子，能够诱导CBF基因的表达，提高植物的低温适应能力[4, 18]。
ICE 是植物体内的一类 bHLH转录因子，含有高度保守的碱性螺旋-环-螺旋(bHLH)结构域，该结构域包含ICE特异性序列KMDRASILGDAID/EYLKELL[19−20]。目前已经在水稻Oryza sativa、龙眼Dimocarpus longan和山定子Malus baccata等物种中鉴定出ICE基因，并有研究表明龙眼DlICE1和山定子MbICE1的过表达分别增加了转基因烟草Nicotiana benthamiana[21]和拟南芥Arabidopsis thaliana[22]的耐寒性。此外，过表达水稻OsICE1同时提高了拟南芥的耐寒性[23]、耐旱性和光合作用效率[24]。
毛竹Phyllostachys edulis是生长最快的植物之一[25]，具有很高的经济、生态和社会价值[26−27]。由于其独特的“爆炸性生长”特征，被认为是21世纪最具潜力的植物种类[28]。研究竹子的胁迫响应基因有助于提高其抗逆性。目前对竹子非生物胁迫响应潜在的分子机制知之甚少[29]。毛竹中已鉴定出 153 个具有完整保守结构域的 bHLH 基因家族成员[30]，它们在毛竹不同组织和不同生长发育时期有不同程度的表达，参与植物许多非生物胁迫调控，但尚未在毛竹bHLH转录因子家族鉴定出ICE亚家族。本研究将对毛竹ICE基因家族进行全基因组鉴定，分析其在低温胁迫条件下的表达模式，鉴定响应毛竹抗寒的关键家族成员，为提高毛竹抗寒性奠定基础。
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在GigaDB网站下载毛竹所需的数据文件。在Pfam数据库中以 ICE 隐马尔可夫模型(Profile HMM)为模板下载结构域数据[31]，以此为种子模型利用HMMER3检索本地毛竹蛋白数据库，设置 E≤1×10−20[32]，获得候选基因家族成员。利用SMART[33]和美国国家生物技术信息中心(NCBI) Blast对已鉴定的ICE结构特性全面分析，最终获得毛竹ICE基因家族成员。
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通过TBtools软件从毛竹全基因组数据库中，提取ICE家族成员的基因编码区序列(CDS)、蛋白fasta序列以及基因结构和位置信息等[34]。利用在线工具Prot Param和TargetP 2.0 Server获取已鉴定的毛竹ICE蛋白序列的氨基酸数量、分子量、等电点以及信号肽等数据。
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从文献中获取不同物种已鉴定的ICE基因编号，在NCBI中下载得到玉米Zea mays、小麦Triticum aestivum、高粱Sorghum bicolor的ICE基因[35]，水稻(
https://www.ricedata.cn/gene/ )和拟南芥(http://www.arabidopsis.org )的ICE基因在各自基因组数据库中下载。根据获取的5种植物ICE氨基酸序列，通过MEGA7的MUSCLE进行多序列比对并采用邻接法(NJ)构建系统进化树，自举评估(Bootstrap)重复1 000次。 -
保守基序采用在线工具 MEME进行预测，利用TBtools软件的Biosequence Structure illustrator和show Gene On Chromose插件分析内含子、外显子、染色体位置信息并可视化绘图。
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通过TBtools 软件BLAST模块进行毛竹基因组所有蛋白的自身序列比对以及物种间基因组蛋白序列两两比对，使用 MCScanX分析ICE家族共线性关系并使用Circos 0.69-9将其结果可视化。
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利用PlantCARE网站对毛竹ICE基因家族成员转录起始位点上游1 500 bp的启动子区域进行顺式作用元件分析。对其结果筛选排序后利用 Tbtools 中Simple Bio Sequence Viewer模块进行可视化。
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以在温度25 ℃，光照强度4 000 lx，光照16 h/黑暗8 h培养条件下生长50 d的毛竹为材料，在4、0、−2 ℃下进行低温处理，光热条件不变。分别在0(对照)、0.5、1.0、24.0、48.0 h取从上往下数第2、3叶片，脯氨酸(Pro)采用茚三酮显色法测定，POD采用愈创木酚显色法[36]，SOD活性采用氮蓝四唑(NBT)法测定[37]。
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以正常生长的50 d毛竹幼苗为材料，在4、0、−2 ℃下低温处理，0、0.5、1.0、24.0、48.0 h取毛竹从上往下数第2、3叶片，使用RNA提取试剂盒提取总RNA，利用翌圣生物科技公司Hifair® Ⅲ 1st Strand cDNA Synthesis SuperMix for qPCR(gDNA digester plus)试剂盒合成cDNA，Primer 3在线设计 ICE基因RT-qPCR引物，使用翌圣生物科技公司的Hieff® qPCR SYBR® Green Master Mix (No Rox)试剂盒进行 RT-qPCR 试验，反应体系和程序参照试剂说明书，以毛竹肌动蛋白(ACTIN)作为内参基因[38]。采用2−∆∆Ct方法计算相对基因表达水平，Graphpad可视化绘图。
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数据统计学分析采用 SPSS 24.0进行单因素方差分析(ANOVA)和独立样本t检验。
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根据基因的染色体定位信息，把获得的4个毛竹ICE基因命名为PeICE1~4。理化性质分析(表1)发现：最大蛋白分子量为53.57 kDa，最小蛋白分子量为38.21 kDa。氨基酸序列长度为367~521个氨基酸。等电点为5.23~5.56。4个ICE基因都是酸性蛋白(理论等电点小于7)，不稳定指数范围为 56.15~60.03，脂肪族氨基酸指数显示：该家族蛋白的热稳定性为72.61~75.69，亲水性平均值显示其均为亲水性蛋白。
表 1 PeICEs 理化性质分析
Table 1. Physicochemical properties of PeICEs
基因名称 等电点 相对分
子量/ kDa氨基酸
数量/个脂溶
指数亲水
指数不稳定
系数PeICE1 5.56 53.19 516 72.97 −0.237 56.15 PeICE2 5.48 53.57 521 72.61 −0.274 56.56 PeICE3 5.23 38.98 375 72.77 −0.162 56.81 PeICE4 5.23 38.21 367 75.69 −0.129 60.03 -
构建毛竹、拟南芥、水稻、小麦、高粱 ICE基因家族的系统进化树(图1)。将其分为3类，其中具有独特motif 5的PeICE1和PeICE2在第3类，具有独特motif 10的PeICE3和PeICE4被分在第1类，拟南芥单独被分在第2类。可以发现毛竹与水稻和玉米的亲缘关系较近，与拟南芥间的亲缘关系较远。
图 1 ICE基因家族进化分析
Figure 1. Evolutionary analysis of ICE gene families
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保守基序分析发现：19条 ICE 蛋白序列的保守基序的数量和排列具有一定相似性。19 条ICE均含有motif 1、motif 2、motif 3、motif 4、 motif 6、 motif 7、motif 8 、motif 9等8个保守基序。其中第3类群中的8个ICE具有第1类群没有的motif 5，PeICE1含有2个motif 5，第1类群中9个ICE则具有独特的motif 10，并且这些基序的排列顺序基本一致，说明这些基序在进化过程中高度保守(图2A)。PeICE基因结构分析发现：其内含子和外显子数量和排列基本一致(图2B)，染色体分布(图2C)显示：4个PeICE基因均匀分布在4条染色体上。
图 2 保守基序、基因结构及染色体位置分析
Figure 2. Conserved motif, gene structure and chromosome position
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共线性分析发现：在毛竹基因组中，PeICE基因形成2个基因对(图3A)，由片段复制产生，不存在串联重复基因。基因组间的共线性分析结果显示：毛竹与单子叶植物水稻、玉米之间的进化关系更近(图3B)。
图 3 共线性分析
Figure 3. Collinearity analysis
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通过提取毛竹ICE基因上游1 500 bp 的启动子区域，利用PlantCARE进行顺式作用元件分析。结果(图4)表明：除了核心启动子元件(TATA-Box和CAAT-Box)外，还存在许多其他启动子元件。根据功能将这些顺式调控元件分为光反应元件、激素反应元件、生长和发育相关类型以及胁迫反应元件。光反应元件包括G-box、GT1-motif、Box 4、AE-box、Sp1、TCT-motif、I-box、ACE、GATA-motif、GA-motif和ATCT-motif ；激素反应元件包括水杨酸反应元件(TCA、as-1)，赤霉素反应元件(包括P盒、GARE基序)、脱落酸反应元件(ABRE)、茉莉酸甲酯作用元件(TGACG-motif和CGTCA-motif)和乙烯反应原件(ERE)；生长和发育类别包含分生组织表达相关的顺式作用调控元件(CAT-box)、干旱和 ABA 应答的顺式作用元件(MYC)、厌氧诱导反应(ARE)，胚乳表达相关(GCN4基序)，昼夜节律控制(circadian)、细胞周期调节(MSA-like)和玉米醇溶蛋白代谢相关(O2位点)元件；胁迫反应元件包括富含干旱和 ABA 应答的顺式作用元件(MYC)、干旱诱导元件(MBS)和低温反应元件(LTR)、糖代谢和植物防御信号传导的顺式作用元件(W-box)和伤口相关(WUN基序元件)、胁迫反应元件(STRE)。这些结果表明毛竹ICE基因表达受多种环境因子影响。
图 4 4个PeICsE启动子区域顺式作用元件分析
Figure 4. Analysis of cis-acting elements in four PeICEs promoter regions
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ROS染色(图5)发现：4 ℃时，随着处理时间增长，毛竹叶片上蓝色小圆点不断增多，而0和−2 ℃分别在处理24.0、1.0 h之内蓝色小圆点数量逐渐增多，之后逐渐减少。
图 5 毛竹水培苗低温胁迫处理后活性氧自由基染色分析
Figure 5. ROS staining analysis of hydroponic seedlings of moso bamboo after low temperature stress treatments
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由图6可见：4和0 ℃处理下，脯氨酸质量摩尔浓度48.0 h内显著增加(P＜0.05)，其中在24.0 h增加量最明显，随后减少，SOD活性48.0 h内显著增加。−2 ℃处理下，脯氨酸质量摩尔浓度均低于对照，SOD活性除24.0 h也均低于对照，但POD的活性除0.5 h均显著增加(P＜0.05)。
图 6 低温胁迫下毛竹脯氨酸质量摩尔浓度、超氧化物歧化酶活性和过氧化物酶活性
Figure 6. Proline, superoxide dismutase, and peroxidase content
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图7显示：在4 ℃处理下，除了PeICE3在48.0 h内表达量逐渐增加，其他PeICE基因都是24.0 h前表达量逐渐增加，之后下降。在0 ℃处理下，PeICE基因呈上升趋势，PeICE1、PeICE2与4 ℃趋势一致，且都以PeICE3增量最明显。在−2 ℃处理下，PeICE基因表达量低于对照或无显著差异。综上所述，PeICE3对低温胁迫最为敏感。
图 7 不同处理条件下PeICE基因相对表达量与对照的比较
Figure 7. Comparison the relative gene expression of PeICE at 0.5, 1.0, 24.0 and 48.0 h with control under 4, 0 and −2 ℃ treatment conditions
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目前已在多种植物中鉴定出参与低温胁迫响应的ICE基因[39−40]。但尚未进行毛竹ICE基因家族系统鉴定，本研究鉴定了4个毛竹ICE基因家族成员。进一步的系统进化树和种间共线性分析发现：毛竹与单子叶植物水稻、玉米之间的进化关系更近。4个PeICE基因由片段复制产生，不存在串联重复基因，说明在进化过程中 ICE基因通过复制进行家族成员数量的扩张。保守结构域和基因结构分析发现：PeICE基因具有相似的保守基序和基因结构，表明其在进化过程中广泛保守。启动子顺式作用元件预测表明：毛竹ICE基因启动子区域普遍存在光响应、激素响应、生长发育及胁迫响应元件[41]，表明ICE家族基因表达可能受到光照、植物激素的调控诱导或参与其信号反应途径，同时还可能参与毛竹生长发育的某些过程以及参与胁迫过程中的抗逆调控。
有研究认为：ROS不仅能损伤细胞，还能作为关键信号分子激活第二信使、感应基因转录和改变酶活性来调控植物的许多生理过程[42]。植物受到轻度胁迫时，体内酶促系统可有效提高ROS 的清除能力，保护植物免受环境胁迫的危害。本研究结果表明：毛竹受到寒冷胁迫时，随着温度降低和处理时间延长，其受到的伤害不断增加，体内SOD、POD活性显著增加以减轻ROS累积受到的损伤，与此同时PeICE基因表达量显著上升，其中PeICE3表达量上升最为显著，推测该基因可能参与毛竹ICE-CBF-COR调控途径抗寒。但当毛竹在冷冻胁迫下，体内ROS逐渐积累，SOD将不发挥作用，PeICE基因表达量低于对照或无显著差异，此时PeICE基因参与抗冻的可能性不大。
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随着温度降低和处理时间加长，毛竹受到的损伤不断增强，体内酶活系统以及ICE基因积极响应低温胁迫。4个PeICE基因表达模式分析发现：转化PeICE3更容易获得耐低温的材料，研制出抗寒新品种。
Genome-wide identification of the ICE gene family in moso bamboo and its expression pattern under low temperature stress
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摘要:
目的 对毛竹Phyllostachys edulis ICE基因家族进行鉴定及分析，找出响应毛竹抗寒关键家族成员，研究毛竹ICE基因的生物学功能、响应低温胁迫的分子机制及遗传转化，为提高毛竹抗寒性奠定理论基础。 方法 利用生物信息学方法分析毛竹ICE基因家族成员，并对4、0、−2 ℃低温处理0(对照)、0.5、1.0、24.0、48.0 h的毛竹生理指标和ICE基因的表达模式进行分析。 结果 共鉴定了4个毛竹ICE基因。保守结构域和多重序列比对分析表明：PeICE基因结构高度相似。系统发育关系及启动子顺式作用元件分析显示：PeICE基因与水稻Oryza sativa亲缘关系更近，同时存在大量与非生物胁迫相关的顺式作用元件。活性氧自由基(ROS)染色发现随着处理时间增长，ROS染色逐渐加深，但是其0 ℃处理24.0 h、−2 ℃处理1.0 h后染色逐渐减弱。脯氨酸(Pro)质量摩尔浓度、超氧化物歧化酶(SOD)活性显示：4和0 ℃条件下，Pro质量摩尔浓度和SOD活性整体增加，但−2 ℃时低于对照。过氧化物酶(POD)活性显示：在3个低温处理下均增加。ICE基因表达模式分析发现：4、0 ℃处理时PeICE表达量整体增加，且都以PeICE3 增量最明显；而−2 ℃处理下PeICE 整体表达量水平低于对照。 结论 随着温度降低和处理时间增强，毛竹受到的损伤不断增强，其内酶活系统以及ICE基因积极响应低温胁迫，其中，PeICE3对低温胁迫最为敏感，但在−2 ℃时，ICE基因表达量并未增加，推测该基因家族响应了寒冷胁迫而非冷冻胁迫。图7表1参42 Abstract:Objective The ICE gene family of Phyllostachys edulis (moso bamboo) was identified and analyzed to find out the key family members responding to cold resistance of moso bamboo, and to lay a theoretical foundation for further research on the biological functions of moso bamboo ICE genes, the molecular mechanisms responding to low-temperature stress, and the genetic transformation to improve the cold resistance of moso bamboo. Method Bioinformatics methods were used to identify and analyze the ICE gene family members of moso bamboo, and to analyze the physiological indexes and the expression patterns of ICE genes in moso bamboo at 0, 0.5, 1.0, 24.0, and 48.0 h of low-temperature treatments at 4, 0 and −2 ℃. Result A total of four mosaic bamboo ICE genes were identified. Conserved structural domains and multiple sequence comparison analyses showed that their structures were highly similar. Phylogenetic relationships and promoter cis-acting element analyses showed that the PeICE gene was more closely related to rice, and a large number of cis-acting elements associated with abiotic stresses were also present. Reactive oxygen radical (superoxide anion) staining revealed that the ROS staining gradually deepened with the increase in treatment time, but its staining gradually weakened after 24.0 h of 0 ℃ treatment and 1.0 h of −2 ℃ treatment. Proline content and superoxide dismutase activity assays revealed an overall increase in Pro and SOD content at 4 ℃ and 0 ℃, but their expression was lower than the control at −2 ℃, and peroxidase activity assays revealed an increase at all three temperatures. Analysis of ICE gene expression pattern revealed that the overall expression of PeICE increased in 4 ℃ and 0 ℃ treatment, and the most obvious increase was in PeICE3. The overall expression level of PeICE was lower than that of the control at −2 ℃. Conclusion With the decrease of cold treatment temperature and the enhancement of treatment time, moso bamboo was subjected to increasing damage, and its in vivo enzyme activity system as well as ICE genes responded positively to cold stress, and PeICE3 was the most sensitive to cold stress, whereas the expression of ICE genes did not increase at −2 ℃, and this gene family maybe respond to low-temperature stress instead of freezing stress. [Ch, 7 fig. 1 tab. 42 ref.] -
山核桃Carya cathayensis为落叶乔木，是含油率极高的胡桃科Juglandaceae高档干果，其果实为世界四大名优坚果之一[1-2]。因其口味独特、营养价值高而受到人们的广泛喜爱。浙江省杭州市临安区是中国山核桃主产区之一，种植历史悠久[3]。近几十年来，临安山核桃产业迅猛发展，现有种植面积已达5.3万 hm2，已成为当地林农重要的经济来源[4]。山核桃在临安广泛种植，但由于各镇林地有着不同的土壤特征，导致经济效益存在较大差异，即使在同一乡镇，产量大小年份的情况也依然存在[5]。这些问题在一定程度上限制了山核桃产业的发展。国内对于山核桃生长规律、规范施肥、产量提升等方面多有研究。杨慧思等[6]发现：山核桃产地土壤中大量及微量元素的空间分布特征与变异规律有着对应关系；张红桔等[7]揭示了山核桃产区主要养分因子和产量的关系以及空间分布特征；丁立忠等[8]研究结果指出：近10 a临安7 个山核桃主产镇的林地土壤有机碳含量总体呈升高趋势，而土壤碱解氮、有效磷和速效钾含量下降明显，养分现状不容乐观。但是有关水解酶活性与土壤肥力的关系，以及在山核桃产区空间上的分布特点还没有详细的报道和深入研究。水解酶与土壤中营养物质循环、能量转化以及环境质量等密切相关，并参与了土壤环境中重要的生物化学过程[9]。水解酶活性的空间分布特点可以灵敏地反映不同区域土壤中物质循环的速率，这种速率极大程度影响着林地土壤生态系统的功能。同时，水解酶活性能表征土壤养分转化的潜力，度量土壤污染程度和生产力，是人们评价土壤质量和土壤健康的重要经验指标之一[10]，因此，对土壤水解酶活性空间分布特点的研究十分重要。
本研究分析山核桃林土壤水解酶活性的空间分布特点，并通过地统计方法揭示土壤养分与水解酶的空间异质性及其影响因子，为林农掌握土壤肥力特性及养分转化潜力，合理经营山核桃林提供理论依据和技术支撑，对山核桃产业可持续发展具有重要的指导意义。
1. 材料与方法
1.1 研究区概况与样品采集
研究区位于浙江省杭州市临安区(31°14′N，119°42′E)，是中国山核桃的核心产区，属亚热带季风气候，年平均气温为16.0 ℃，极端最高和最低气温分别为41.7和−13.3 ℃。山核桃产区土壤以红壤土类分布最广，多发育于泥岩、页岩、砂岩、凝灰岩、花岗岩、流纹岩以及第四世纪红土[11]。山核桃是该地重要的经济树种，主要分布在海拔50~1100 m的丘陵和山地。林农一般在每年5月上旬和9月上旬将氮肥、复合肥与微肥配合施用。
样地按1 km×1 km网格在全市范围内布设，与临安区森林资源分布图相叠加，有山核桃分布的网格点即为山核桃林样地。根据均匀分布原则，2019年7—8月在山核桃分布较集中的岛石、龙岗、清凉峰、昌化、河桥、湍口、太阳等7个镇，共选取259个样地。在选定的区域内，采集0~20 cm的5个样点土壤样品后，混合，并在样地中心以全球定位系统(GPS)定位，记录经纬度。土壤样品带回实验室，去除石块、植物残体等异物，用木棒碾碎后过2 mm筛。将土壤样品分成2份，一份置于4 ℃冰箱保存，尽快测定土壤酶活性；另一份摊开后在室内自然风干，用于测定土壤养分指标和pH。
1.2 样品测定方法
测定涉及与土壤碳、氮、磷循环的α-葡萄糖苷酶(AG)、β-葡萄糖苷酶(BG)、纤维二糖水解酶(CBH)、木糖苷酶(XYL)、亮氨酸氨基肽酶(LAP)、N-乙酰-β-氨基葡萄糖苷酶(NAG)、酸性磷酸酶(PHOS)等7种土壤水解酶。土壤酶活性测定参照SAIYA-CORK等[12]的荧光微孔板检测技术。具体操作为：称取2 g鲜土于离心管中，加入30 mL提前配置好的pH为5.0的醋酸铵缓冲液，在25 ℃ 180 r·min−1摇床上震荡30 min，再用70 mL醋酸铵缓冲液冲洗至烧杯中，用磁力搅拌器搅拌1 min，用排枪取200 μL土壤悬液于96孔板中，并立即加入50 μL反应底物，放入25 ℃培养箱中避光培养3 h，取出后迅速加入15 μL 0.5 mol·L−1的氢氧化钠结束反应，用多功能酶标仪检测吸光值并计算土壤酶活性。土壤养分指标和pH参照鲁如坤[13]方法测定：土壤pH采用土水比(质量比)为1.0∶2.5的悬浊液，微电极法测定；土壤有机质采用浓硫酸-重铬酸钾外加热法测定；土壤碱解氮采用碱解扩散法测定；土壤有效磷采用盐酸-氟化铵(HCl-NH4F)浸提，钼锑抗比色法测定；土壤速效钾采用醋酸铵浸提，火焰光度计测定。
1.3 数据处理
1.3.1 空间自相关水平
水解酶活性的空间分布特征采用地统计分析方法。半方差变异函数是研究区域化变量模型，其公式为:
$$ y=\frac{1}{2 N} \sum_{i=1}^{N}[Z(x_i)-Z(x_i+h)]^{2} 。 $$ 其中：y表示间隔距离为h点的半方差值，h为空间间隔点的距离，即步长；N为样点观测数值成对的数目；Z(xi+h)和Z(xi)为样点测定值[14]。常用的半方差变异函数模型有球状(Spherical)、高斯(Gaussian)、指数(Exponential)[15]模型。模型中，C0代表块金值，C+C0代表基台值，当块基比C0/(C+C0)＜25%时，表明变量具有强烈的空间自相关，即主要受到结构性变异的影响；当C0/(C+C0)为25%~75%时，变量属于中等程度空间自相关；当C0/(C+C0)＞75%的，变量空间自相关程度较弱，即主要受随机因素影响[16-17]。
采用全局莫兰指数(Ig)来体现研究区域土壤水解酶的空间自相关水平。使用GeoDa软件对样点构建空间权重矩阵，可以根据局部莫兰指数(IL)绘制局部空间自相关聚类图[18]，采用Canoco 5.0对酶活性高、低聚集样点间总体差异采用999次的蒙特卡罗排列检验（Monte Carlo permutation test，999 permutations，full model），然后找出土壤酶活性关系密切的环境因子进行冗余分析(RDA)。
$$ {I_{\rm{g}}} = {\frac{{N\displaystyle \sum\limits_{i = 1}^N {{W_{ij}}({Z_i} - \overline Z )({Z_j} - \overline Z )} }}{{\displaystyle \sum\limits_{i = 1}^N {\displaystyle \sum\limits_{j = 1}^N {{W_{ij}}{{({Z_i} - \overline Z )}^2}} } }}_{}} ; $$ $$ {I_{\rm{L}}} = \frac{{{Z_i} - \overline Z }}{{{\sigma ^2}}}\sum\limits_{i = 1}^N {[{W_{ij}}({Z_i} - \overline Z )]} 。 $$ 其中：
$\overline Z$ 为变量Z的平均值；Zi、Zj分别是变量Z在空间i、j处的数值(i≠j)；σ2是变量Z的方差；Wij是Zi与Zj之间的空间权重函数，在选定尺度内时赋予权重值为1，超过尺度时权重值为0。当Ig＞0，表示目标样点与邻近样点有空间结构上的相似性，存在空间集聚区；当Ig＜0，表示空间区域异常[19]。1.3.2 土壤肥力分值
用SPSS 22.0对土壤水解酶活性与土壤性质数据进行描述性统计分析，计算变异系数，Pearson相关性分析设置显著水平为0.05。在Excel 2007中进行数据的对数转化。采用因子分析中的主成分分析法(PCA)和系统聚类分析，对山核桃林地土壤肥力情况进行评价[20]。通过因子分析确定参评土壤指标主成分特征值和特征向量，选取特征值较高的关键主成分，计算各主成分得分，再利用得分公式求出各样点土壤肥力分值(IIF)[21]，采用类平均法对分值进行系统聚类。肥力分值计算采用肥力指数和法。公式为：
$$ I_{\rm{IF}} = \frac{{{x_1}}}{{\displaystyle \sum\limits_{i = 1}^m {{x_i}} }}{F_1} + \frac{{{x_2}}}{{\displaystyle \sum\limits_{i = 1}^m {{x_i}} }}{F_2} + \frac{{{x_3}}}{{\displaystyle \sum\limits_{i = 1}^m {{x_i}} }}{F_3}+ \cdots + \frac{{{x_n}}}{{\displaystyle \sum\limits_{i = 1}^m {{x_i}} }}{F_n} 。 $$ 可简化为：IIF=λ1F1+λ2F2+λ3F3
$+\cdots+ $ λnFn。其中：Fi表示单个主成分得分；λi表示对应主成分解释的总变异。2. 结果与讨论
2.1 土壤性质描述性统计分析
土壤pH平均为5.76，最小为4.50，说明山核桃林地土壤主要为酸性土壤，且酸化较为严重。土壤有机质为5.41~98.08 g·kg−1，平均为37.39 g·kg−1；土壤有效磷为0.52~22.43 mg·g−1；土壤速效钾为22.06~466.07 mg·g−1；土壤碱解氮为28.62~192.53 mg·g−1。研究区域土壤变异系数从大到小依次为有效磷、速效钾、有机质、碱解氮、pH。土壤酶活性变异系数从大到小依次为CBH、XYL、AG、NAG、LAP、BG、PHOS，其中CBH、XYL为高度变异，AG、NAG、LAP、BG、PHOS为中等变异(表1)。根据ZHANG等[22]对变异系数的划分，当变异系数＜10%时为弱变异，在10%~90%时为中等变异，＞90%时则为高度变异。研究区域有效磷质量分数变异系数＞90%，具有明显的变异性，为高度变异。这可能是由于山核桃产区地势起伏较大，在雨水冲刷后有效磷极易流失，且林农施用磷肥量不均匀，土壤利用率较低，常年累积造成。土壤pH变异系数为10.28%，变异较小，与张红桔等[7]研究结果基本一致，说明山核桃林地土壤总体pH比较接近。
表 1 土壤性质描述性统计分析Table 1 Descriptive statistics of soil properties项目 有机质/
(g·kg−1)有效磷/
(mg·kg−1)速效钾/
(mg·kg−1)碱解氮/
(mg·kg−1)pH AG/
(mol·g−1·h−1)最小值 5.41 0.52 22.06 28.62 4.50 0.12 最大值 98.08 22.43 466.07 192.53 7.48 1.67 平均值 37.39 4.23 113.77 132.40 5.76 0.35 标准差 15.38 3.90 72.58 43.47 0.59 0.30 变异系数/% 41.15 92.20 63.80 32.83 10.28 88.12 项目 BG/
(mol·g−1·h−1)CBH/
(mol·g−1·h−1)XYL/
(mol·g−1·h−1)LAP/
(mol·g−1·h−1)NAG/
(mol·g−1·h−1)PHOS/
(mol·g−1·h−1)最小值 4.58 0.04 0.17 0.10 0.15 18.31 最大值 192.62 63.06 62.91 32.95 93.60 1042.63 平均值 47.06 8.14 7.44 4.44 17.75 160.43 标准差 31.50 8.09 6.91 3.62 15.27 89.10 变异系数/% 66.95 99.48 92.98 81.54 86.07 55.54 2.2 土壤水解酶活性与土壤肥力指标及pH相关性分析
土壤有机质和碱解氮与7种水解酶均呈极显著正相关(P＜0.01)；有效磷与BG 、NAG呈极显著正相关，与CBH呈显著正相关(P＜0.05)；pH与CBH呈极显著正相关(P＜0.01)，与BG呈显著正相关(P＜0.05)，与PHOS、XYL呈极显著负相关(P＜0.01)；速效钾与7种水解酶均没有表现出明显的相关性(表2)。土壤酶主要来源于土壤微生物、土壤动物和植物根系的分泌，土壤养分质量分数可以直接影响土壤动植物长势、微生物的活性与分布，整合了土壤理化条件的信息[23]，因此土壤水解酶活性与土壤养分因子密切相关，水解酶活性也通常被作为土壤质量的生物活性指标[24]。对土壤水解酶活性与土壤肥力指标及pH的相关性分析发现：土壤有机质和碱解氮与7种酶存在极显著正相关(P＜0.01)。土壤有机质是评价土壤肥力的重要指标，土壤有机质的形成与分解都与酶的作用有关[25]。水解酶可以吸附在土壤有机质上，以酶-腐殖质复合物的形式从土壤中提取出来，并仍可保留有活性。土壤碱解氮主要集中在土壤表层，其含量受人为施肥的影响较大[26]。山核桃林农为提高产量大量撒施氮肥。氮素供应的增加可以使植物细胞原生质合成加快，细胞数量增多，有了更多的水解酶产出渠道。此外，土壤微生物也会通过分泌多种水解酶固定氮素[27]。PHOS与有效磷质量分数和pH之间存在显著正相关和极显著负相关。由于PHOS会参加土壤磷的矿化作用过程，使土壤有机态磷转化为植物可吸收的无机态磷，有效磷质量分数增加。pH是控制土壤中磷有效性和PHOS活性的关键因子，在山核桃林地土壤酸化的环境下，pH小幅降低可能有利于植物对有效磷的吸收，PHOS参与矿化作用的活性增强[28]。
表 2 土壤水解酶与养分因子及pH相关性分析表Table 2 Correlation coefficients of soil hydrolase activities and soil nutrient factors and pH水解酶 有机质 有效磷 速效钾 碱解氮 pH AG 0.355** 0.061 0.060 0.419** 0.102 BG 0.406** 0.172** 0.066 0.354** 0.147* CBH 0.356** 0.158* 0.060 0.275** 0.196** XYL 0.302** 0.088 −0.090 0.278** −0.283** LAP 0.170** 0.042 −0.015 0.230** −0.028 NAG 0.431** 0.267** 0.114 0.357** 0.109 PHOS 0.272** 0.123* 0.007 0.346** −0.286** 说明：*P＜0.05, **P＜0.01 2.3 不同土壤水解酶活性空间变异特征及聚集效应
7种土壤水解酶活性在山核桃林地表现出不同的空间异质性(表3)。在GS+ 9.0中进行方差变异函数拟合，分别选用最优模型。不同水解酶拟合模型的差异，表示相应的酶在土壤中的空间变化规律不同。本研究中，AG、BG、CBH、LAP、NAG、XYL活性具有中等空间自相关性，活性均呈现斑块状分布；不同水解酶活性区域分布呈现差异性，块基比分别为55%、42%、56%、49%、66%、47%、78%，说明它们的变异情况主要受到人为因素和结构性因素共同影响。PHOS块基比为78%，具有较弱的空间自相关，其活性空间分布主要受随机因素如施肥方式和耕作强度的影响[29]。本研究中, 虽然各酶活性的空间自相关性存在差异，但变程均大于最小采样距离，因此，本研究所选择的采样距离能够反映土壤水解酶活性在研究区域最小尺度下的空间变异特征。从土壤水解酶活性的空间分布情况来看(图1)：活性较高的区域位于临安区西北方向的岛石镇。该镇有中国“山核桃第一镇”的美称，这可能与当地特色生态化经营方式有关，如：林下种植茶Camellia sinensis、黑麦草Lolium perenne、油菜Brassica napus等适生植物，丰富林下土壤生态结构的同时起到涵养水肥、改良酸性土质的作用；林间饲养家禽吃掉害虫、消灭虫卵，产生的鸡粪也可作为有机肥为山核桃树生长提供养分。这些特色经营方式都为植物根系发育、土壤微生物的快速新陈代谢提供了有利的条件，从而提高了相关水解酶参与复杂生化反应的活性。
表 3 土壤水解酶活性半方差函数理论模型及其相关参数Table 3 Theoretical model of semi-variance function of soil hydrolase activities and its related parameters水解酶 函数模型 块金值(C0) 基台值(C+C0) 块基比[C0/(C+C0)] 变程 决定系数 AG 球状模型 0.050 0.090 0.55 9.63 0.46 BG 指数模型 136.800 324.400 0.42 8.76 0.65 CBH 指数模型 0.140 0.250 0.56 1.60 0.43 XYL 高斯模型 0.080 0.170 0.47 2.12 0.37 LAP 高斯模型 10.970 21.960 0.49 11.20 0.73 NAG 高斯模型 197.150 294.260 0.66 27.30 0.45 PHOS 球状模型 0.032 0.041 0.78 14.60 0.54 根据全局莫兰指数，AG、BG、CBH、XYL、LAP、NAG、PHOS等7种水解酶活性在空间分布上都存在相关性(Ig＞0)，且存在高低值聚集区域。在本研究中，7种水解酶活性在高低值聚类上呈现出了相似的特点，岛石镇为水解酶活性高值聚集(high-high)区域，部分水解酶(如AG)在太阳镇北部也有高值聚集的现象；低值聚集(low-low)区域多位于清凉峰以及河桥、龙岗、昌化三镇交界处附近(图2)。在冗余分析结果中，高低值聚集区域样点的水解酶活性在第1轴有明显的分离，第1轴和第2轴分别有82.92%和14.42%的贡献度(图3)。结果显示：碱解氮、有机质、pH与水解酶活性有极显著正相关(P＜0.01)。水解酶活性高低值聚类结果和土壤肥力分值高低值聚类情况相似，说明土壤水解酶活性大小和周围可利用的营养物质关系十分密切。由于山核桃林地土壤常年受到不同程度的人为经营干扰，造成这种现象的原因多为当地经营方式的不同，如氮肥、有机肥的投入是增加土壤肥力较为直接的方式，因此各区域出现高低值聚集的现象可以一定程度反映当地肥力水平以及施肥情况。岛石镇高值聚集，一方面可能是由于岛石镇山核桃林氮肥、有机肥常年投入量高于清凉峰等区域，同时岛石镇明确规定当地所有山核桃林地禁用除草剂，防止除草剂的不合理使用破坏产区生态平衡，影响山核桃产量。另一方面，岛石镇相对其他镇海拔较高，大部分产区山高树茂，年降水量充沛，林下、林间生态系统的结构与功能较为完整，因此土壤微生物活动旺盛，作物根系发达，从而成为水解酶活性的高值聚集区。而清凉峰以及河桥、龙岗、昌化交界处的冒尖山、石柱山、云台山、鸡哺山等区域地势极为陡峭，当地山核桃林水土流失现象严重，养分较为贫乏，相对其他区域处于较低的水平，水解酶活性受到影响，产生低值聚集。杭瑞高速经过清凉峰镇与龙岗镇南部，该区域交通便利，人类活动造成了一定程度的干扰。当地存在铅锌矿、钨钼矿以及铜矿等正在开发的金属矿[30]。采矿活动产生的粉尘、废水和尾矿渣可能会对土壤水解酶活性和分布造成一定影响[31]。
图 3 高低聚类点冗余分析结果Figure 3 Redundancy analysis of high-high and low-low clustering points2.4 土壤肥力状况
据浙江省地方标准，山核桃林地土壤样地中碱解氮、有效磷、速效钾、有机质位于丰富等级的样地分别占64%、56%、23%、45%，绝大部分样点各养分指标等级处于中等以上(表4)，能够满足山核桃的生长发育需求，但是由于各区域土壤中养分比例以及酸碱度的不同，综合肥力状况也有所差异。在主成分分析结果中，IIF均值为91.67，变幅为35.29~277.05，变异系数为42.73%。第1主成分解释了48.39%的总变异，第2主成分解释了26.50%的总变异，第3主成分解释了17.12%的总变异(表5)。采用类平均法对土壤肥力分值(IIF)进行系统聚类，将259个样本分为4类，即第Ⅰ类IIF≥146.83，第Ⅱ类87.11≤IIF＜146.83，第Ⅲ类59.72≤IIF＜87.11，第Ⅳ类IIF＜59.72，分别对应土壤肥力高、较高、中、低4个等级。结果显示：IIF变异系数为42.73%，属于中等变异，但其中有174个样本处于中低水平，肥力相对较差。从采样区域土壤肥力分值所占比例来看，山核桃林地有58.7%的样地土壤肥力低于平均水平，有32.7%的样地土壤肥力为Ⅰ和Ⅱ等级，大部分样地土壤肥力处于Ⅲ、Ⅳ等级，说明大部分山核桃林地土壤肥力还有提高的空间。从使用IIF绘制的空间分布图来看，岛石镇山核桃林地土壤肥力在所有山核桃产区中最高，该区域的土壤管理方法值得借鉴。沈一凡等[32]研究了近10 a山核桃林地主要分布区域的土壤养分变化情况，发现林地土壤酸化的现象一直在加重，肥力也有不断下降的趋势。这是由于大多数山核桃林农缺乏相关技术指导和对立地环境的认知，长期施用以氮素为主的化学肥料造成的。而且从20世纪80年代开始，山核桃林地不断扩张，但大多数新兴产区酸化严重，土壤宜肥、宜种性较差。针对这一现象，还需要增施有机肥，并施用一定量的石灰，逐渐改善各地土壤酸化的情况，规范林地生草管理和生态化采收技术，以稳步提升山核桃林地的土壤肥力。
表 4 山核桃土壤肥力指标丰缺等级及各等级占比Table 4 Level of soil fertility indexs and the proportion of each level项目 碱解氮 有效磷 速效钾 有机质 质量分数/(mg·kg−1) 占比/% 质量分数/(mg·kg−1) 占比/% 质量分数/(mg·kg−1) 占比/% 质量分数/(g·kg−1) 占比/% 缺乏 ＜80 6 ＜5 12 ＜80 34 ＜10 7 中等 80~120 30 5~10 32 80~110 43 10~40 48 丰富 ＞120 64 ＞10 56 ＞110 23 ＞40 45 说明：土壤肥力指标丰缺等级参考浙江省地方标准 DB33/T 2205—2019《山核桃分区施肥技术规范》 表 5 主成分贡献率与各因子得分Table 5 Principal component contribution rates and each factor score因子 主成分得分 第1主成分(48.39%) 第2主成分(26.50%) 第3主成分(17.12%) 有机质 0.144 0.268 0.225 有效磷 0.071 0.451 0.116 速效钾 0.027 0.481 0.046 碱解氮 0.061 0.040 0.652 AG 0.160 −0.058 0.039 BG 0.205 0.017 −0.299 CB 0.182 0.064 −0.393 XYL 0.177 −0.240 0.042 LAP 0.122 −0.238 0.345 NAG 0.179 0.111 −0.130 PHOS 0.184 −0.219 0.100 3. 结论
研究区山核桃林土壤水解酶活性均具有较好的空间变异结构和空间分布格局，结构性变异占总变异的比例较小。研究区山核桃林土壤受到人为因素的干扰较多，人为施肥与经营强度是影响其空间格局形成的最直接因素。土壤水解酶活性空间分布和养分分布联系密切，在养分质量分数较高的区域有高值聚集的现象，低值聚集区域多位于清凉峰等区域。特色的生态经营方式可以使土壤水解酶活性处于相对较高的水平，从而提高山核桃的宜种性。
研究区山核桃林土壤酸化较为普遍，平均pH为5.76，严重限制了山核桃的生长。岛石镇、太阳镇北部土壤肥力得分较高。从总体来看，大部分区域土壤各肥力指标等级处于中等以上，但有过半土壤综合肥力未达到平均水平。产区内部各镇土壤肥力也有着明显差异，大部分区域土壤肥力还有待提高；土壤水解酶活性变异系数较高，且与有机质、碱解氮、pH、有效磷等肥力因子有较强的相关性。
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图 2 保守基序、基因结构及染色体位置分析
Figure 2 Conserved motif, gene structure and chromosome position
图 4 4个PeICsE启动子区域顺式作用元件分析
Figure 4 Analysis of cis-acting elements in four PeICEs promoter regions
图 5 毛竹水培苗低温胁迫处理后活性氧自由基染色分析
Figure 5 ROS staining analysis of hydroponic seedlings of moso bamboo after low temperature stress treatments
图 6 低温胁迫下毛竹脯氨酸质量摩尔浓度、超氧化物歧化酶活性和过氧化物酶活性
Figure 6 Proline, superoxide dismutase, and peroxidase content
图 7 不同处理条件下PeICE基因相对表达量与对照的比较
Figure 7 Comparison the relative gene expression of PeICE at 0.5, 1.0, 24.0 and 48.0 h with control under 4, 0 and −2 ℃ treatment conditions
表 1 PeICEs 理化性质分析
Table 1. Physicochemical properties of PeICEs
基因名称 等电点 相对分
子量/ kDa氨基酸
数量/个脂溶
指数亲水
指数不稳定
系数PeICE1 5.56 53.19 516 72.97 −0.237 56.15 PeICE2 5.48 53.57 521 72.61 −0.274 56.56 PeICE3 5.23 38.98 375 72.77 −0.162 56.81 PeICE4 5.23 38.21 367 75.69 −0.129 60.03 
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[1] BHAT K A, MAHAJAN R, PAKHTOON M M, et al. Low temperature stress tolerance: an insight into the omics approaches for legume crops [J/OL]. Frontiers in Plant Science, 2022, 13: 888710[2023-07-20]. doi: 10.3389/fpls.2022.888710. [2] LIU Yuanyuan, WU Chu, HU Xin, et al. Transcriptome profiling reveals the crucial biological pathways involved in cold response in moso bamboo (Phyllostachys edulis) [J]. Tree Physiology, 2019, 40(4): 538 − 556. [3] THEOCHARIS A, CLEMENT C, BARKA E A. Physiological and molecular changes in plants grown at low temperatures [J]. Planta, 2012, 235(6): 1091 − 1105. [4] YANG Chunbao, YANG Haizhen, XU Qijun, et al. Comparative metabolomics analysis of the response to cold stress of resistant and susceptible Tibetan hulless barley (Hordeum distichon) [J/OL]. Phytochemistry, 2020, 174: 112346[2023-07-20]. doi: 10.1016/j.phytochem.2020.112346. [5] EOM S H, AHN M A, KIM E, et al. Plant response to cold stress: cold stress changes antioxidant metabolism in heading type kimchi cabbage (Brassica rapa L. ssp. pekinensis) [J/OL]. Antioxidants, 2022, 11(4): 700[2023-07-20]. doi: 10.3390/antiox11040700. [6] WHITLOW T H, BASSUK N L, RANNEY T G, et al. An improved method for using electrolyte leakage to assess membrane competence in plant tissues [J]. Plant Physiology, 1992, 98(1): 198 − 205. [7] HAYAT S, HAYAT Q, ALYEMENI M N, et al. Role of proline under changing environments: a review [J]. Plant Signaling &Behavior, 2012, 7(11): 1456 − 1466. [8] WANG Haiyue, GUO Lin, ZHA Ruofei, et al. Histological, metabolomic and transcriptomic analyses reveal mechanisms of cold acclimation of the moso bamboo (Phyllostachys edulis) leaf [J]. Tree Physiology, 2022, 42(11): 2336 − 2352. [9] ZHOU Huang, ZHU Peilei, ZHONG Xiaojuan, et al. Transcriptome analysis of moso bamboo (Phyllostachys edulis) reveals candidate genes involved in response to dehydration and cold stresses [J/OL]. Frontiers in Plant Science, 2022, 13[2023-07-20]. doi: 10.3389/fpls.2022.960302. [10] ABID M, TIAN Z, ATA-UL-KARIM S T, et al. Improved tolerance to post-anthesis drought stress by pre-drought priming at vegetative stages in drought-tolerant and -sensitive wheat cultivars [J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2016, 106: 218 − 227. [11] MILLER G, SUZUKI N, CIFTCI-YILMAZ S, et al. Reactive oxygen species homeostasis and signalling during drought and salinity stresses [J]. Plant,Cell &Environment, 2010, 33(4): 453 − 467. [12] ZHU Jiankang. Abiotic stress signaling and responses in plants [J]. Cell, 2016, 167(2): 313 − 324. [13] GUO Xiaoyu, LIU Dongfeng, CHONG Kang. Cold signaling in plants: insights into mechanisms and regulation [J]. Journal of Integrative Plant Biology, 2018, 60(9): 745 − 756. [14] WU H L, LI L, CHENG Z C, et al. Cloning and stress response analysis of the PeDREB2A and PeDREB1A genes in moso bamboo (Phyllostachys edulis) [J]. Genetics and Molecular Research, 2015, 14(3): 10206 − 10223. [15] THOMASHOW M F. So what’s new in the field of plant cold acclimation? Lots! [J]. Plant Physiology, 2001, 125(1): 89 − 93. [16] WANG Dazhi, JIN Ya’nan, DING Xihan, et al. Gene regulation and signal transduction in the ICE-CBF-COR signaling pathway during cold stress in plants [J]. Biochemistry, 2017, 82: 1103 − 1117. [17] SHI Yiting, DING Yanglin, YANG Shuhua. Molecular regulation of CBF signaling in cold acclimation [J]. Trends in Plant Science, 2018, 23(7): 623 − 637. [18] HWARARI D, GUAN Yuanlin, AHMAD B, et al. ICE-CBF-COR signaling cascade and its regulation in plants responding to cold stress [J/OL]. International Journal of Molecular Sciences, 2022, 23(3): 1549[2023-07-20]. doi: 10.3390/ijms23031549. [19] JIN Yanan, ZHAI Shanshan, WANG Wenjia, et al. Identification of genes from the ICE-CBF-COR pathway under cold stress in Aegilops-Triticum composite group and the evolution analysis with those from triticeae [J]. Physiology and Molecular Biology of Plants, 2018, 24(2): 211 − 229. [20] 陈露, 杨立明, 罗玉明. 植物ICE蛋白基因家族的系统进化分析 [J]. 江苏农业科学, 2016, 44(2): 42 − 47. CHEN Lu, YANG Liming, LUO Yuming. Phylogenetic analysis of the plant ICE protein gene family [J] Jiangsu Agricultural Sciences, 2016, 44(2): 42 − 47. [21] YANG Xiaoyan, WANG Rui, HU Qinglei, et al. DlICE1, a stress-responsive gene from Dimocarpus longan, enhances cold tolerance in transgenic Arabidopsis [J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2019, 142: 490 − 499. [22] DUAN Yadong, HAN Jiaxin, GUO Baitao, et al. MbICE1 Confers drought and cold tolerance through up-regulating antioxidant capacity and stress-resistant genes in Arabidopsis thaliana [J/OL]. International Journal of Molecular Sciences, 2022, 23(24): 16072[2023-07-20]. doi: 10.3390/ijms232416072. [23] DENG Cuiyun, YE Haiyan, FAN Meng, et al. The rice transcription factors OsICE confer enhanced cold tolerance in transgenic Arabidopsis [J/OL]. Plant Signaling & Behavior, 2017, 12(5): e1316442[2023-07-20]. doi: 10.1080/15592324.2017.1316442. [24] CHANDER S, ALMEIDA D M, SERRA T S, et al. OsICE1 transcription factor improves photosynthetic performance and reduces grain losses in rice plants subjected to drought [J]. Environmental and Experimental Botany, 2018, 150: 88 − 98. [25] 兰智鑫, 侯丹, 吴蔼民, 等. 毛竹PeCIGRs基因的克隆及表达分析[J]. 浙江农林大学学报, 2023, 40(5): 982 − 990. LAN Zhixin, HOU Dan, WU Aimin, et al. Cloning and expression analysis of PeCIGRs gene in Phyllostachys edulis [J]. Journal of Zhejiang A&F University, 2023, 40(5): 982 − 990. [26] HUANG Bin, HUANG Zhinuo, MA Ruifang, et al. Genome-wide identification and expression analysis of LBD transcription factor genes in moso bamboo (Phyllostachys edulis) [J/OL]. BMC Plant Biology, 2021, 21(1): 34182934[2023-07-20]. doi: 10.1186/s12870-021-03078-3. [27] GAO Jian, ZHANG Ying, ZHANG Chunling, et al. Characterization of the floral transcriptome of moso bamboo (Phyllostachys edulis) at different flowering developmental stages by transcriptome sequencing and RNA-Seq analysis [J/OL]. PLoS One, 2014, 9(6): 24915141[2023-07-20]. doi: 10.1371/journal. pone. 0098910. [28] PENG Zhenhua, LU Ying, LI Lubin, et al. The draft genome of the fast-growing non-timber forest species moso bamboo (Phyllostachys heterocycla) [J]. Nature Genetics, 2013, 45(4): 456 − 461. [29] HUANG Zhuo, JIN Sihan, GUO Handu, et al. Genome-wide identification and characterization of TIFY family genes in moso bamboo (Phyllostachys edulis) and expression profiling analysis under dehydration and cold stresses [J/OL]. PeerJ, 2016, 4: e2620[2023-07-20]. doi: 10.7717/peerj.2620. [30] 徐秀荣, 杨克彬, 王思宁, 等. 毛竹bHLH转录因子的鉴定及其在干旱和盐胁迫条件下的表达分析[J]. 植物科学学报, 2019, 37(5): 610 − 620. XU Xiurong, YANG Kebin, WANG Sining, et al. Identification of bHLH transcription factors in moso bamboo (Phyllostachys edulis) and their expression analysis under drought and salt stress [J]. Plant Science Journal, 2019, 37(5): 610 − 620. [31] FINN R D, COGGILL P, EBERHARDT R Y, et al. The Pfam protein families database: towards a more sustainable future [J]. Nucleic Acids Research, 2016, 44(D1): 279 − 285. [32] 李新然, 张智俊, 喻珮瑶, 等. 毛竹SWEET基因家族的全基因组鉴定与分析[J]. 生物信息学, 2020, 18(4): 236 − 246. LI Xinran, ZHANG Zhijun, YU Peiyao, et al. Genome-wide identification and analysis of SWEET gene family in Phyllostachys edulis [J]. Bioinformatics, 2020, 18(4): 236 − 246. [33] LETUNIC I, DOERKS T, BORK P. SMART 7: recent updates to the protein domain annotation resource [J/OL]. Nucleic Acids Research, 2012, 40(D1): D302[2023-07-20]. doi: 10.1093/nar/gkr931. [34] CHEN Chengjie, CHEN Hao, ZHANG Yi, et al. TBtools: an integrative toolkit developed for interactive analyses of big biological data [J]. Molecular Plant, 2020, 13(8): 1194 − 1202. [35] LIU Hanmei, WANG Yongbin, LIU Lijun, et al. Pleiotropic ZmICE1 is an important transcriptional regulator of maize endosperm starch biosynthesis [J/OL]. Frontiers in Plant Science, 2022, 13: 895763[2023-07-20]. doi: 10.3389/fpls.2022.895763. [36] 蔡庆生. 植物生理学实验[M]. 北京: 中国农业大学出版社, 2013. CAI Qingsheng. Plant Physiology[M]. Beijing: China Agricultural University Press, 2013. [37] 邹琦. 植物生理学实验指导[M]. 北京: 中国农业出版社, 2000. ZHOU Qi. Guidance for Plant Physiology Experiments [M]. Beijing: China Agricultural University Press, 2000. [38] 吴林军. 非生物胁迫下毛竹qRT-PCR分析中内参基因的选择[D]. 杭州: 浙江农林大学, 2019. WU Linjun. The Selection of Endogenous Reference Genes in Phyllostachys edulis Treated with Abiotic Stresses for qRT-PCR Analysis [D]. Hangzhou: Zhejiang A&F University, 2019. [39] ZHOU L, HE Y J, LI J, et al. An eggplant SmICE1a gene encoding MYC-type ICE1-like transcription factor enhances freezing tolerance in transgenic Arabidopsis thaliana [J]. Plant Biology, 2020, 22(3): 450 − 458. [40] WANG Xipan, SONG Qiping, GUO Haoguo, et al. StICE1 enhances plant cold tolerance by directly upregulating StLTI6A expression [J]. Plant Cell Reports, 2022, 42(1): 197 − 210. [41] WANG Peiwen, ZHU Lin, LI Ziheng, et al. Genome-wide identification of the U-box E3 ubiquitin ligase gene family in cabbage (Brassica oleracea var. capitata) and its expression analysis in response to cold stress and pathogen infection [J/OL]. Plants-Basel, 2023, 12(7): 1437[2023-07-20]. doi: 10.3390/plants12071437. [42] MARINO D, DUNAND C, PUPPO A, et al. A burst of plant NADPH oxidases [J]. Trends in Plant Science, 2012, 17(1): 9 − 15. 期刊类型引用(7)
1. 戴梦婷，杨士杰，张艳梅，秦华，彭丽媛. 6株不同来源外生菌根真菌的生物量、养分吸收能力及酶活性. 福建农林大学学报(自然科学版). 2025(01): 135-144 . 
百度学术2. 饶盈，王江铭，朱先富，夏国华. 不同海拔的大别山山核桃林地土壤性质和叶片营养元素分析. 安徽农业大学学报. 2024(01): 96-101 . 百度学术3. 徐雅雯，吴文丰，王其竹，王代全，徐朝煜，陈万胜，徐永杰. 基于地统计分析的核桃园土壤养分空间特征研究. 果树学报. 2024(05): 968-979 . 百度学术4. 张艳梅，郑梦杰，杨士杰，吴权杰，黄坚钦，彭丽媛，秦华. 山核桃根际解磷及水解复杂有机物细菌的分离. 微生物学报. 2024(10): 3809-3824 . 百度学术5. 潘昱伶，璩向宁，李琴，王磊，王筱平，谭鹏，崔庚，安雨，佟守正. 黄河宁夏段典型滩涂湿地土壤理化因子空间分布特征及其对微地形的响应. 生态环境学报. 2023(04): 668-677 . 百度学术6. 姚熠涵，代英超，王卫国，朱先富，陈涛梅，周鑫洋，夏国华. 大别山山核桃林地土壤养分特征及肥力评价. 林业科学研究. 2023(05): 180-188 . 百度学术7. 刘丽丽，任涛. 核桃嫁接繁殖苗木技术. 中国林副特产. 2022(06): 55-56 . 百度学术其他类型引用(2)
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